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ヌクレオソームの構造とその情報
ヌクレオソームの構造とその情報 慶應義塾大学環境情報学部 斎藤輪太郎 (監修)・野崎慎 (著) 平成 23 年 2 月 7 日 Epigenetics 21 世紀の科学は生命科学がリードすることになるだろう． 「20 世紀の夜明けに，アルベルト・アイ ンシュタインとマックス・プランクが宇宙の基本公式を記述していた頃， 生物学者はイヌがどのよ うにヨダレをたらすかに関する研究でノーベル賞を受賞していた」(Check Hayden, 2010) という言 葉には，ワトソンとクリックが DNA の二重らせん構造を発見してから今日まで， どれほどすさま じいはやさで生命科学が進歩してきたかが如実に表れている．そして，2003 年のヒトゲノム解読以 降，現代の生命科学はゲノムワイドな解析を取り扱うことが可能となり， さまざまな知見が蓄積さ れている． また， 生命科学の研究の進展とともに， シーケンスやアレイといった技術が急速的に 発展し， 巨大なデータが蓄積され続けている． これらの巨大なデータをどのように統合的に扱い， 新しい発見をするかという問題に対し， バイオインフォマティクスと呼ばれる情報解析の技術を用 いて生命を解明しようという学問に注目が集まっている．そして，最近の研究では DNA の一次配 列の変化を伴わずに後天的な修飾によって行われる「エピジェネティクス」と呼ばれる一群の制御 機構の存在が明らかとなった．この機構は真核生物における特徴的な制御方法であり，その代表格 として DNA のメチル化やヒストンの修飾が挙げられる． これらの修飾の多くは可逆的であり，非 常に柔軟な制御である． また組織の特異性も高く，多細胞生物の形成に大きく関わっていることが 示唆されている． ヒトゲノムの解読が終了した現在において， ゲノム配列だけからは知り得るこ との出来ないこれらのエピジェネティック制御の理解が生命科学研究の使命の一つに挙げられてい る． エピジェネティクスの研究はまだ歴史が浅く， 不明瞭な部分が大半を占めているが， ヒスト ンは DNA を梱包し，核内に折り畳むだけではなく，そのポジションや修飾によって様々な機能を 持つことが明らかにされている． 特にヒストンの修飾の組み合わせによって様々な特徴的な機能を 引き出すというヒストンコード仮説は Strahl と Allis によって 2000 年に提唱され， それを支持す るデータが蓄積されている． 本冊子では，現在知られているヒストンに関する情報を網羅的に収集し，その総説について記述 した．エピジェネティクス研究はすさまじい速度で進展しているため， 網羅的な総説が存在してい ないことが問題となっている． そこで， エピジェネティクスの初学者はこの冊子を読むことで，も しくは現在世界中で繰り広げられているエピジェネティクス研究を理解できるように構成している． 特に後半においては，これらからの 20 年間でエピジェネティクス研究の軸となる問題について記述 した． ヒストンを取り巻くエピジェネティクス研究はすさまじい早さで進展しつつあり，これからの生 命科学への貢献が期待されるだろう． 2011 年 1 月 19 日 野崎慎 2 目次 1 ヒストン 1.1 1.2 1.3 2 ヒストンの構造 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . ヌクレオソームの構造 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . ヒストンの進化 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . ヒストンコード 2.1 ヒストン修飾とその機能 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2.2 2.3 2.1.1 ヒストンのメチル化 . 2.1.2 ヒストンのアセチル化 2.1.3 その他のヒストン修飾 ヒストン修飾認識ドメイン . . ヒストンクロストーク . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 4 4 5 6 7 7 9 11 11 12 13 3 DNA メチル化とヒストン修飾 15 4 small RNA とヒストン修飾 18 3 H2B H2A H4 H3 図 1: ヒストンタンパク質の概略図 黄色い丸い樽状のタンパク質がヒストンタンパク質を表している． このように 4 つのコアプ ロテインが 2 コピーずつ集まりヒストンが形成される． 1 ヒストン 1.1 ヒストンの構造 真核生物のゲノムは核内に折り畳まれている．ヒトゲノムに関しては， 塩基対だけで 2 m の長さ に達するとされている． このような巨大なゲノムを核内に折り畳むために， クロマチンという繰 り返し構造を形成することが必要となる．ヒストンタンパク質はそのようなクロマチン構造の形成 で，中心的な役割を果たしている．ヒストンは H2A，H2B，H3，H4 という 4 つのヒストンコアタ ンパク質が 2 コピーずつ集合することでヒストン 8 量体として形成される (図 1)． そのヒストン 8 量体の周りを約 147 bp の DNA が， 左巻きのスーパーヘリックスで巻き付くによって， クロマチ ンの構成単位であるヌクレオソームが形成される (Luger et al., 1997; Kornberg and Lorch, 1999)．そ れぞれのヒストンコアタンパク質は球状の C 末端側とヒストンテールと呼ばれる鎖状の N 末端側 の 2 つの特徴的な構造を持つ． それぞれ 4 つのヒストンコアは histone fold domain (HFD) を共通 の構造ドメインとして持つ． これらは 3 つのα-helices (α1，α2，α3) と， それを分断する 2 つの ループ構造 (L1，L2) からなる． ヒストン同士は H3 と H4，H2A と H2B という逆行性のペアが それぞれ組み合わさることで，複合体を形成する (Arents and Moudrianakis, 1995; Luger et al., 1997; Zlatanova et al., 2009)． ヒストンを構成するアミノ酸残基をみるとそれぞれヒトにおいて，H2A は 130 AA，H2B は 126 AA，H3 は 136 AA，H4 は 103 AA からなっている．真核生物でのヒストンコアタンパク質の保 存性は高く， どの生物のヒストンもほぼ同じアミノ酸によって構成されており， 少しの変異でも致 死に至ることが示されている． それぞれのヒストンコアには，N 末端側から 30 アミノ残基付近ま でに多くの翻訳後修飾可能な残基が存在している．ヒストンにおける翻訳後修飾は細胞内で重要な 4 図 2: ヌクレオソームとリンカーの概略図 ヌクレオソームが周期的に形成され，それぞれのヌクレオソームはヒストンに巻き付かないリ ンカー領域によって分断されている．黄色い丸がヒストン，赤い線が DNA を表している． 役割を果たすことが知られており， 集中的に研究が行われている1 ． ヒストンにおける修飾可能な 残基を紹介していく．まず，ヒトにおける H3 内で現在報告されている修飾可能な残基は R2，K4， K9， S10，K14，R17，K18，K23，R26，K27，S28，K36，P38，K79 である．左のアルファベッ トが残基の種類 (リジン: K， アルギニン: R ，トレオニン: T ，セリン: S， グルタミン酸: E， プロリン: P)，右の数字が開始メチオニンを除いた N 末端側からのアミノ酸残基数を表している． H4 内では S1，R3，K5，K8，K12，K16，K20 が報告されている．そして H2A 内では，S1，R3， K5，T119 が，H2B 内では K5，K13，S15，T120 が報告されている (Bairoch et al., 2005)．ここに 列挙した多くのアミノ酸残基をみても， ヒストンは多くの翻訳後修飾可能な残基を持っていること が伺える． これらの修飾可能なアミノ酸残基が，真核生物の細胞内において様々な機能と関連して おり，ヒストンが単なる DNA を梱包するための部品ではなく， 多くの制御機構における要として 用いられている． 1.2 ヌクレオソームの構造 真核生物の染色体 DNA は， ヌクレオソームとよばれるヒストンに DNA が巻き付いた領域と， リンカーとよばれるヒストンに巻き付いていない DNA がむき出しの領域が繰り返すことでクロマ チン構造を形成している (Kornberg, 1974; Olins and Olins, 1974; Oudet et al., 1975)．ヌクレオソーム では，ヒストンに約 147 bp の DNA が 1.67 周巻き付いて形成される (Luger et al., 1997)．また， それらヌクレオソームの間に存在するリンカー領域は約 50 bp の DNA からなっている (図 2) (Van Holde, 1989; Yao et al., 1990)．さらに，大域で染色体の構造を観ていくとクロマチン構造もその凝集 度合いから， ユークロマチンとヘテロクロマチンと呼ばれる 2 つの構造タイプに分けることができ 1 修飾による制御については後述する. 5 る． ヘテロクロマチンはクロマチン同士が密に凝集している状態を指し， ユークロマチンはクロ マチン同士が凝集していない状態のことを指す． このようなクロマチン構造の変化は転写制御と関 連していることが知られている． ゲノム上において，約 200 bp の周期で現れるヌクレオソーム領域であるが，これらのポジション がどのように決まっているかについては様々な議論が行われている． 現在考えられているヌクレオ ソームポジションを決定する因子として，DNA 配列選択性，DNA メチル化，ヒストン修飾，ヒス トンコアタンパク質のホモログであるヒストンバリアント，そしてクロマチンの構造に関係するク ロマチンリモデラーなどが挙げられている (Segal and Widom, 2009)．この中でも DNA 配列選択性 については，盛んに研究されており，DNA とヒストンの親和性に関する研究で，DNA 配列の塩基 組成の違いで少なくとも 5000 倍の親和性の差があることが示されている．また，DNA 配列はその 構造的な特徴から，塩基配列の組み合わせによって物理的に生じる曲がりやすさ (bendability) や， DNA のらせん構造の特徴性によって親和性が異なることも示唆されている (Drew and Travers, 1985; Widom, 1992; Lowary and Widom, 1998; Widom, 2001; Thastrom et al., 2004; Gencheva et al., 2006)． 他にも in vitro の研究で in vivo におけるヌクレオソームポジションを再現することができたり， 染 色体 DNA 塩基配列だけから機械学習を用いた手法により in vivo におけるヌクレオソームをおおま かに予測できたりすることが可能となっている (Ioshikhes et al., 2006; Segal et al., 2006; Peckham et al., 2007; Yuan and Liu, 2008; Ogawa et al., 2010)．しかし，DNA のどのような配列特徴がヌクレオ ソームの形成に重要であるかは明らかとされておらず， 今もなお研究が続けられている． 1.3 ヒストンの進化 真核生物において， クロマチン構造を形成するヒストンは重要なタンパク質であるが， ヒストン タンパク質がどこから派生し， 真核生物に現れたかについては不明瞭なままである． ヒストンタン パク質の保存性解析では，バクテリアでは未だヒストン様タンパク質が発見されていないものの (最 近，ヒストン様タンパク質 (HU) が発見されたが詳細は不明である (Balandina et al., 2002))，古細 菌においてはヒストンの HFD とホモログなドメインを持つタンパク質が発見されている (Sandman and Reeve, 2006; Garrett and Klenk, 2007)．さらに， これらは古細菌の主な 3 つの門 (ユリアー キオータ門，クレンアーキオータ門，ナノアーキオータ門) で発見されており，真核生物と古細菌 の共通の祖先に存在していたという可能性が示唆されている (Sandman and Reeve, 2006)．ヒスト ン様のタンパク質の保存性に関して， さらに古細菌の中で詳しく調べていくと，HFD を含むタン パク質はユリアーキアでは確認することができるが，クレンアーキアの中ではケナルカエウムを除 くほとんどにおいては確認出来ないことが報告されている．これらの結果から HFD を含むヒスト ンの祖先タンパク質は， 1. クレンアーキア以降失われた 2. ユリアーキアとクレンアーキアの分化後に生まれた 3. 真核生物とユリアーキアの間で水平伝播が起きて， 真核生物から持ち込まれた の 3 つの仮説が考えられている． これらの検証がヒストン誕生に迫るためには必要であるが， 今 のところ古細菌において生じたタンパク質なのか， 真核生物において生じたタンパク質なのかはま 6 だ分かっていない (Sandman and Reeve, 2006)． 真核生物におけるヒストンとの比較を行うと，R10， R19，K53 と T54 が DNA への結合に重要であると予測されているが， その領域に関しては古細 菌において高い保存性が示されている (Decanniere et al., 2000)．しかし，古細菌におけるヒストン は構造レベルでは真核生物におけるヒストンとよく似通っているが，配列レベルではそうとはいえ ない．さらに， 古細菌におけるヒストンは真核生物におけるヒストンの N 末端側鎖状ペプチドと ホモログな配列を持ち合わせていない．真核生物において， 鎖状の N 末端テールはヒストン修飾 と関連し， 細胞内における様々なエピジェネティクスな制御に必要とされている部位である． そ のような部位を古細菌では持ち合わせていないということは， ヒストンはどの時点において N 末 端テールを獲得したのかという問題を提起する． また， 古細菌の一部で真核生物においてヒスト ンの脱アセチル化を行う histone deacetylace (HDAC) のホモログ遺伝子が発見されており， 古細 菌においても真核生物と同様にヒストン修飾を行う機構があるのではないかということが示唆され ている (Sandman and Reeve, 2006)．これらの問題は，古細菌のゲノム解読やタンパク質の同定とと もに明らかにされ，さらにそれらの機能同定によって， ヒストンとその修飾による制御機構のルー ツを明らかにするだろう． 2 ヒストンコード 2.1 ヒストン修飾とその機能 真核生物においてヒストンは DNA を梱包するためのタンパク質としてだけではなく，ヒストン の N 末端テールにおけるリジン， アルギニンなどにおける修飾によって，様々な細胞内のプロセ スと関連することが知られている． ヒストンで起きた翻訳後修飾から， それと相互作用するタン パク質によって様々な機能が引き出されるという「ヒストンコード仮説」が Strahl と Allis によっ て 2000 年に提唱された (Strahl and Allis, 2000)．ヒストンにおける翻訳後修飾の種類として， リン 酸化， メチル化，アセチル化， ユビキチン化，SUMO 化， ADP リボース化，脱アミノ化， ビオ チン化，そしてプロリンの異性化など， 多く修飾が知られている．このように， ヒストン上には 多くの修飾可能なアミノ酸が存在している． 修飾の種類や， 修飾サイトの組み合わせによって現 れる機能はこれまでに数多く同定されており， ヒストンコード仮説を支持している (図 3)． ヒストン修飾によって引き起こされる様々な制御はエピジェネティック制御の中核を担っている． 以前から転写開始点付近におけるヒストンのアセチレーションやメチレーションが転写制御に関わっ ていることは知られていたが， 詳しいことは不明瞭なままであった． しかし，近年におけるクロ マチン免疫沈降 (Chromatin immunoprecipitation: ChIP) 法， アレイ技術， シーケンシング技術 の発達に伴い， ゲノムワイドなヒストンの修飾状態の同定が可能となった． これにより， ヒスト ン修飾に関する様々な知見とデータが蓄えられてきている． ヒストンの修飾と関連する制御として は， 転写 (転写開始， 伸張， 終結， スプライシング)，DNA 修復，DNA 複製， クロマチンの凝 縮などが挙げられる．転写の活性化は主にプロモーターへの転写因子の誘導，もしくは阻害が修飾 されたヒストンを認識するタンパク質が仲介することによって行われる．DNA 修復では，DNA 損 傷をうけた領域に特異な修飾を受けたヒストンを配置することで， それを認識するタンパク質を仲 介して行われる． DNA 複製とヒストン修飾の関係性については示唆されているものの，まだあま り研究が進んでいない状態である． クロマチンの凝縮に関しても特異的な修飾を受けたヒストンを 7 M M A A MP M MA A A M MMP M ARTKQTARKSTGGKAPRKQLATKAARKSAPATGGVKKPH A P M A A A M A M SGRGKGGKGLGKGGAKRHRKVLRDNIQGIT P A A H3 H4 A A SGRGKQGGKARAKAKSRSSRAGLQFPVGRVHRLLRKGNY A A PM A H2A MA PEPAKSAPAPKKGSKKAVTKAQKKDGKKRK H2B 図 3: 修飾することができるヒストンテール上のアミノ酸と修飾の種類 それぞれのヒストンコアタンパク質において，修飾可能なヒストンテール残基とその修飾例 を示した．左側のアルファベットの並びは N 末端アミン酸テールを示し，右側の大きな紺色の丸 は C 末端アミノ酸球形ドメインを示している．青い丸の A はアセチル化，赤い丸の M はメチル 化， 紫の丸の P はリン酸化を表している．ここに示すように，それぞれ修飾の組み合わせは多 様である． 8 認識するタンパク質によって行われる．このように多くのヒストン修飾が存在するが，以下修飾と それによって引き出される機能を一つ一つ紹介する． 2.1.1 ヒストンのメチル化 ヒストンのメチル化はリジンとアルギニン上で起きる． 現在， ヒストンのメチル化は主に転写 と DNA 修復，クロマチンの凝集に関与していることが報告されている．それぞれのアミノ酸上に おいて，リジンは修飾基が 1 つの場合のモノメチルリジン (Kme1)，2 つの場合のジメチルリジン (Kme2)，そして 3 つの場合のトリメチルリジン (Kme3) と 3 つのメチル化パターンが知られてい る．またアルギニンも修飾基が 1 つの場合のモノメチルアルギニン (Rme1)，2 つのメチル基が非対 称な場合の非対称ジメチルアルギニン (Rme2a)， そして 2 つのメチル基が対称な場合の対称ジメチ ルアルギニン (Rme2s) と 3 つのメチル化パターンが知られている (図 4)． メチル化されるサイト がヒストン上であっても，メチル基のつき方の違いで引き出される機能が異なる場合がある．リジ ンとアルギニンにおけるメチル化はプロモーターに転写因子を誘導することで転写の活性化に関与 し， またヘテロクロマチン化に関連するタンパク質を誘導することでヘテロクロマチン化を促し， 転写の不活性化に関与する． H3K4me は転写開始との関係性についてもっとも研究が進められているヒストン修飾の 1 つで あり，主に転写開始点 (transcriptional start site: TSS) 付近において見られる．H3K4me3 はその 中でも特に TSS 直近 (-200 -50 bp) に位置するヒストンにおいてよく観られ， ヌクレオソームの 除去と転写活性化に関与している．H3K4me1 と 2 も 3 と同様に転写開始の活性に関連しているが， H3K4me3 が TSS 直近に頻度のピークを持つのに比べ，TSS から少し離れたところに頻度のピー クを持つ．何故 TSS 周辺において，修飾数によってポジションが異なるかについてはまだ明らかに なっていない． H3K27 のメチル化も主に TSS 付近に位置するヒストンに観られる．H3K27me3 は転写抑制に関 わっていることが示唆されており， Hox 遺伝子の発現のサイレンシングに関わっていることが知ら れている． 一方， モノメチル化されている H3K27me1 は抑制遺伝子よりも活性遺伝子付近に位置 していることが知られており，H3K27me3 と違って転写活性との関係が示唆されている．このよう に H3K27me1 と 3 のようにヒストン上のポジションは同じであっても修飾するメチル基の個数が 異なることでその関係する機能も異なっている例が示されており， これは， ヒストン修飾による 制御の複雑さを表しているといえる． H3K9 のメチル化はヘテロクロマチンの形成と遺伝子の抑制に関与していることが知られている． H3K9me2 と me3 は抑制遺伝子付近 (± 10 kb) に主に位置する．H3K9me3 は Heterochromatin protein 1 (HP1) をプロモーター周辺に誘導し，ヘテロクロマチンを形成する．しかし，一方 H3K9me1 は活性遺伝子周辺に位置することが確認されている． これは H3K27 におけるメチル化と同様， ヒ ストンポジション上での修飾基数による制御の変化を表しているのかもしれない． H3K36me3 は活性遺伝子の TSS 下流の遺伝子内領域に位置することが知られており， 転写伸張 に関係していることが示唆されている．そして活性遺伝子の 3’ 末端でも見つかっていることから， リン酸化されたセリン残基 (S2ph) を持つ RNA ポリメラーゼ II (RNA polymerase II: Pol II) との 関係性が示唆されている．また EAF3 タンパク質と Rpd35 ジアセチラーゼ複合体を誘導し， 周囲 9 図 4: ヒストンにおけるリジンとアルギニンの修飾 ヒストンのリジンとアルギニンにおける修飾について示した．上図はリジンのメチル化 (mono-， di-， tri-methyl) とアセチル化 (ac) について，下図はアルギニンのメチル化 (mono-，2a-，2smethyl) について表している． 10 のヒストンにおける脱アセチル化を行うことで， コード領域内部における不必要な転写開始を抑制 する働きがある (Carrozza et al. 2005；Cuthbert et al. 2004; Joshi and Struhl, 2005; Keogh et al., 2005)． H3K79me3 は抑制プロモーターよりも活性プロモーター付近に位置することが示されている．H3R2 のメチル化は核内受容体を仲介した転写を共活性化する coactivator-associated arginine methyltransferase 1 (CARM1) によって行われる． これにより，H3R2 のメチル化が転写活性と関連すること が示唆されているが，H3R2me1 と me2 共に活性遺伝子との関係性は見つかっていない． 以前の研 究では H4K20 のメチル化は抑制クロマチンの形成と関連していることが示唆されていた． しかし， 最近の研究では H4K20me1 と me3 はゲノム上での分布が異なり，H4K20me3 がヘテロクロマチン に関連している一方で， me1 は活性遺伝子のプロモーターやコーディング領域に位置していること が多いことが報告されている． また DNA 修復にも関連していることが知られており，H4K20me と 細胞周期チェックポイントタンパク質である Crb2 が共役して DNA 修復が引き起こされる (Sanders et al., 2004)． 共役するタンパク質である Crb2 は，double tudor domain を通して H4K20me を認 識して DNA 修復部位に誘導される (Botuyan et al., 2006)． また Crb2 は DNA 修復部位周辺にお いて， リン酸化が誘導されたヒストンバリアントである H2A.Xph に対して BCRT ドメインを通 して認識し，H4K20me と H2A.Xph の 2 つに結合することでその部位に安定的に留まる．ヒトに おいては p53BP １によって行われる． 2.1.2 ヒストンのアセチル化 ヒストンのアセチル化は転写，DNA 修復，DNA 複製といった様々な機能と関連している． メチ ル化と違い， アミノ酸に対して 1 つの修飾基を付けることしか出来ず， リジンのアセチル化 (Kac) しか存在しない． ヒストンのアセチル基はアセチル化を触媒するヒストンアセチルトランスフェラー ゼ (histone acetyltransferase: HAT) と脱アセチル化を触媒するヒストンジアセチラーゼ (histone deacetylase: HDAC) といった 2 つのタンパク質によって可逆的に行われている． 転写制御におい てはメチル化による制御と違い， 今のところ転写抑制に関係する制御はなく，転写活性に関係する 修飾しか見つかっていない．H3K9ac，H4K12ac， H2BK5ac，H4K16ac，H3K14ac は転写活性と 関係することが知られている．ヒストンのアセチル化は DNA 修復との関係性についても研究が進 められている．G2 期において，DNA 損傷がない場合は H3K56ac が観られないが，DNA 損傷が ある場合は H3，H4 のジアセチラーゼが抑制され，H3K56ac が多量存在することが報告されてい る (Celic et al., 2006;Maas et al., 2006)． 2.1.3 その他のヒストン修飾 ヒストン修飾の種類として， メチル化とアセチル化の他にもリン酸化， ユビキチン化， SUMO 化，ADP リボース化， 脱アミノ化，そしてプロリンの異性化が挙げられる． リン酸化はヒストン 中のセリンとトレオニンに起きる．H3S10 におけるリン酸化は H3S10ph を認識する他のヒストン 修飾タンパク質の足場となり， 転写，DNA 修復， クロマチンの構造に影響を与える．哺乳類にお けるヒストンバリアントである H2A.X はダメージを受けた DNA 周辺 (数千 kb) に広く配置される ことで ATP 依存性リモデリング活性を持つ INO80 複合体を誘導し，DNA 修復を行うことができ る． また H2AS129ph と H4S1ph はそれぞれ Mec1， Casein kinase II というタンパク質を仲介し， 11 非相同末端再結合を通して，二本鎖切断修復によって DNA 修復を行う． ユビキチン化は H2A と H2B 中のリジンに起こる大きな修飾である． リン酸化同様に他の修飾の足場になることが知られ ており， 転写，DNA 修復に関与することが知られている．uH2AK119 (H2AK119 がユビキチン化 を受けている状態を指す) は， ポリコーム群タンパク質 (Polycomb group protein: PcG) 内に見つ かっている Bmi/Ring1A タンパク質を仲介して転写抑制に関与している (Wang et al.,2006)． 逆に uH2BK120 はヒトにおいては RNF20/RNF40 と UbcH6 を仲介し，出芽酵母では Rad6/Bre1 を仲 介して転写の活性化に関与している（Zhu et al.,2005）．しかし，多くのメカニズムや機能性は不明 であり， クロマチンに追加因子を誘導することで， もしくはその大きさから物理的にクロマチン をオープンにしておくことによって制御と関係していると考えられている．他の 2 つの修飾につい てはあまり研究が進んでいないが，SUMO 化はヒストン中のリジンに付加可能であり，H4，H2A， H2B において修飾を受ける残基が見つかっている．ユビキチン化と同様， 大きな修飾である． ア セチル化とユビキチン化と競合し， その結果転写抑制に関連しているとされている (Nathan et al., 2006)．ADP リボース化はグルタミン酸に付加可能である． 今のところ，H2BE2ar1 においてのみ 見つかっている．ADP リボース化は mono-か poly-で負荷することが可能であり， それぞれ MARTs (MonoADP-ribosyltransferase) ， PARPs (Poly-ADP-ribosepolymerase) という酵素によって行わ れている．転写制御と関係しているとされているが，そのメカニズムや詳しい機能性は分かってい ない（Hassa et al. 2006）．脱アミノ化は Peptidyl arginine deiminase type IV (PADI4) 酵素によっ て H3 と H4 におけるアルギニンがシトルリン (Cit) へと変化する修飾である．メチル化可能なアル ギニンをシトルリンに変化させることによってメチル基の付加を阻害することができ， アルギニン のメチル化による転写制御に影響を与えると考えられている． また in vitro における PADI ４ 酵 素の研究により，Rme と Cit は可逆的であることが示唆されている (Hidaka et al., 2005)． プロリ ンは cis 型と trans 型の 2 つの構造異性体を持ち， プロリンの異性化は P-cis から P-trans へと異 性化する修飾である． 構造が変化することでポリペプチドの構造が変化し， 他の部位への修飾を 阻害する．現在 H3P38 におけるプロリンの異性化が見つかっており，これは H3K36 への Set2 に よるメチル化を阻害し，転写制御に関係する (Chen et al. 2006)．しかし，他の修飾同様， その詳 しいメカニズムや他の機能性については知られていない．これからの研究で， ここに列挙した以外 のヒストン修飾， もしくは列挙したけれども未だ知られていないヒストンの機能が明らかとなって いくだろう． 2.2 ヒストン修飾認識ドメイン ヒストン修飾はそれだけでは機能を持たず， 修飾部位を認識して結合するドメインを持ち， 機能 を仲介するタンパク質が重要となる． 既に多くのドメインが発見されており， それらは真核生物で は普遍的に存在していることが知られている． これからドメインの種類と認識するヒストン修飾部 位について紹介していく． bromodomain は約 110 アミノ酸残基からなるドメインである．多くの クロマチン関連タンパク質で発見されており， リン酸化されたリジンと相互作用することが知られ ている． クロマチンのリモデリングや転写の活性化に関連するヒストンのアセチル化を担う HAT と共役する co-activator のほぼ全て (例: p300 や CBP-associated factor) において bromodomain が見つかっている．chromo (CHRomatin Organization Modifier) domain はハエで見つかった約 60 12 アミノ酸残基からなるドメインである． このドメインを持つタンパク質の多くはクロマチンの構造 を凝集させることでヘテロクロマチン化に関連している (Zeng and Zhou, 2002)． chromodomain を持つタンパク質は 3 つのグループに分けることができる．1 つ目は N 末端に chromodomain を持 ち，さらに chromoshadow domain と呼ばれる領域を持つタンパク質である． 例としてショウジョウ バエにおける Su(var)205，HP1 などが挙げられる．2 つ目は 1 つの chromodomain を持つもので例 として Drosophila protein Polycomb (Pc) が挙げられる．3 つ目はタンデムな chromodomain を持 つもので， 例として哺乳類における Chromodomain-helicase-DNA-binding protein1-4 (CHD1-4) が挙げられる．chromodomain を含むタンパク質はメチル化されたヒストン (H3K9me) に結合する ことができる (Kornberg and Lorch, 1999; Wyrick et al., 1999; Bannister et al., 2001; Jacobs and Khorasanizadeh, 2002; Min et al., 2003; Tajul-Arifin et al., 2003; Joshi and Struhl, 2005)．PHD (Plant Homeo Domain) finger はシロイヌナズナのホメオドメインタンパク質である HAT3 におい て発見された Cys4-His-Cys3 モチーフ配列からなるドメインである．PHD finger は約 50 ?80 アミ ノ酸残基からなり，ヒトにおいては 100 以上のプロテインがこのドメインを持つことが分かってい る (例: p300，CBP，Polycomb-like protein)．bromodomain や chromodomain などの他のドメイ ンと共役して働くことが多い．ING2，YNG1 と NUR などのいくつかのタンパク質における PHD finger は H3K4me3 に結合することが報告されている (Pascual et al., 2000; Bienz, 2006; Shi et al., 2006; Taverna et al., 2006)．また SMCX という PHD finger を持つタンパク質が H3K9me3 に結合 することが報告されていることから，PHD finger はメチル化されたリジンに結合できるのではない かということが示唆されている．Tudor domain はメチル化されているヒストンに結合する (Huang et al., 2006)． ヒストンジメチラーゼを含む JMJD2A の Tudor domain が H3K4me と H4K20me に結合することが報告されている．Malignant brain tumor (MBT) repeats は H3 と H4 における メチル化したリジンに結合するモジュールである．MBT repeats は約 100 アミノ酸残基からなり， MBT を持つ CGI-72 は H3K4me1 と H4K20me1 に結合することが報告されている (Eryilmaz et al., 2009)．Trithorax (TRX) ヒストンメチルトランスフェラーゼ複合体のサブユニットで保存され ている WDR5 が持つ WD-40 repeat は H3K4me0-3 に結合することが知られている (Couture et al., 2006)．14-3-3 タンパク質は H3S10ph に結合することが示されており， リン酸化トレオニンと リン酸化セリンに結合することが可能であることが示唆されている (Macdonald et al., 2005; Winter et al., 2008; Karam et al., 2010)． このように多くのヒストン認識結合ドメインとその結合サイト が知られており， これらのドメインとヒストン修飾が相互作用することで初めてヒストンコードが 可読なものとなる． まだ知られていないヒストン認識結合ドメインの解明や， 現在知られていて もまだわかっていない修飾部位への結合の研究がヒストンコード仮説解明のためには重要である． 2.3 ヒストンクロストーク ヒストンの修飾間での修飾クロストークは様々なヒストンコードを構成すると考えられている． ここで述べるクロストークは， ヒストン上における修飾がヒストン上の他の部位の修飾に影響を与 える場合を指す． いくつかの場合で，ある 1 つの残基における修飾が他の残基に対する修飾能力を 変えることが知られている (Lee and Zhang, 2008; Lee et al., 2010)． よく知られている例を見てい くと，H3S10ph がヒストンアセチルトランスフェラーゼである Gcn5 を促し，H3K14 のアセチル化 13 (H3K14ac) が行われるというヒストンクロストークを挙げることができる (Cheung et al., 2000; Lo et al., 2000)．Gcn5 にはヒストン修飾認識ドメインである bromodomain が存在しているので，こ れを仲介して H3S10ph に結合し，H3K14 をアセチル化するものと考えられる．また H3K14 の修飾 状態を除去して， 周囲の修飾状態を調査する研究により，H3K14 における修飾の除去は H3K4me3 が特異的に失われるも， H3K4me1 と 2 は失われないことが示された (Nakanishi et al., 2008)．こ れらの結果より，H3K4 のメチル化はその修飾数によって異なる経路を持っているということが示 唆されている． このように，付加するメチル基数によって経路が異なっているということは大変興 味深く，ヒストンコードをより一層複雑なものとしている． ヒストン修飾酵素はよくマルチサブユ ニット複合体で発見され， それらのサブユニットはヒストンを修飾する部位とヒストン修飾を認識 して結合する部位に分けられることが多い．NuA ヒストンアセチル化酵素複合体のサブユニットの Yng1 における PHD finger は，メチル化された H3K4 を認識して H3K14 のアセチル化のために アセチル化酵素を誘導する (Martin et al., 2006; Taverna et al., 2006)． また，Yng1 と関連してい る ING2 もメチル化されている H3K4 に結合することができる． ING2 はヒストン脱アセチル化酵 素内に存在することが知られており， メチル化された H3K4 は様々な修飾， もしくは脱修飾のた めの足場になっていることが分かる (Shi et al., 2006)． クロストークは修飾， もしくは脱修飾を 誘導するだけではなく， あるアミノ酸残基における修飾がその周辺のアミノ酸残基への酵素による 認識を阻害する例も知られている． 例えば H3R2 にメチル化が起こると酵母では Set1/COMPASS に，哺乳類では COMPASS-like 複合体によって行われる H3K4 のメチル化を阻害することが報告 されている (Guccione et al., 2007; Kirmizis et al., 2007)． このように様々な方法によってヒスト ン上における修飾同士が相互作用する． また， ヒストン修飾は酵素以外の因子の誘導も阻害する ことが知られている． 例えば HP1 はヘテロクロマチンに関連するタンパク質であり，メチル化さ れている H3K9 に結合することができるが，付近の H3S10 がリン酸化されていると結合できない ことが示されている (Fischle et al., 2005; Mateescu et al., 2008)． そして， 同一なヒストンコア タンパク質におけるアミノ酸残基の修飾間クロストークだけではなく， 別のヒストンコアタンパク 質上における修飾とクロストークを行う trans-histone クロストークが存在する例が示されている． FOSL1 の転写調節において H3 のリン酸化が RNA Pol II positive transcription elongation factor (P-TEFb) に必要な H4 のアセチル化を誘導することが示されている (Zippo 2009)．この制御に関 するキナーゼ活性を持つ PIM1 は H3S10 をリン酸化することが知られているが，H3S10 に関わる キナーゼとして他にも MSK1 と MKS2 が知られている．最近の研究で，PIM1 によるリン酸化と MSK1/2 によるリン酸化では， タイミングとその領域が異なることが示されている．MSK1/2 は FOSL1 のプロモーター付近において，H3S10 のリン酸化を仲介するが，PIM1 は H3S10 のエンハ ンサー付近において，MSK1/2 によるプロモーター付近の H3S10 のリン酸化後に行われることが 示された． また FOS1 のエンハンサーにおける H4K16ac は H3S10ph を受けるヒストンと一致し ており，RNA interference (RNAi) によって PIM1 をノックダウンすることで，H4K16 のアセチ ル化も失われることから，H3S10 と H4K16 が trans-histone クロストークを行っていることが示唆 されている．14-3-3 (γ, ε, ζ) タンパク質は上記したが H3S10ph を認識して結合し，H4K16 のア セチルトランスフェラーゼである MOF を誘導することが知られている． 14-3-3 ε, ζ は，FOSL1 のエンハンサーとプロモーター両方において確認できる (Karam et al., 2010)． しかし，14-3-3 γ だけは， エンハンサーにおいてのみ MOF を誘導し，プロモーターには誘導しないことが報告され 14 ている．MOF を誘導することによって起こる H4K16ac を持つヒストンは， リン酸化されたリジ ンに結合することのできる bromodomain を持つ bromodomain-containing protein 4 (Brd4) によっ て結合することが可能となる．それに続き，Brd4 と関連して P-TEFb が誘導され，Pol II を転写 伸張促進のために Pol II のリン酸化を行う．これら一連の結果より，Zippo らは trans-histone クロ ストークが転写制御に関与していることを明らかにした (Zippo et al., 2009)． 他にも，H3K4me， H3K79me と H2B ユビキチン化の関係を挙げることができる．最近では uH2B が直接 H3K79me に関与していることが示されており (McGinty et al., 2008)，uH2B が H3K4 メチル化複合体である COMPASS を誘導し，H3K4 のメチル化を起こすというクロストークも知られている (Shilatifard, 2006)．これは酵母で見つかった現象であるが，最近の研究では哺乳類で広く使われているクロス トークであることが示唆されている (Kim et al., 2009)． またこれらの H3K4me，H3K79me ，そ して uH2B は活性化されている遺伝子付近に集中していることも示されている (Martin and Zhang, 2005; Minsky et al., 2008)． そして， 同ヒストンにおけるテール間の修飾のクロストークだけでは なく， 周辺のヒストンとのクロストークも興味深い．uH2B が周辺の別ヒストンの修飾に影響を与 えるかという実験では， uH2B を持つヒストンでしか H3K79me は確認されず，別ヒストンへの修 飾影響はないことが示唆された．このことから uH2B に結合するタンパク質はそのヒストンにおい てのみ H3K79 をメチル化することができると考えられる (van Leeuwen et al., 2002; Henry et al., 2003; Klose and Zhang, 2007)． ヒストンクロストークの解析は複雑なヒストン修飾ネットワーク を解き明かすために必要であり， ここで記述したように様々なヒストン修飾間でのクロストークが 既に示されている． しかしこれらは知られている修飾の一部の関係性でしかない．1 つ目の問題と して， ヒストンは 4 つのコアタンパク質が 2 コピーずつ集合することで形成されているが，それぞ れ同一ヒストン内に存在する 2 つの H3 や H4 における修飾がどのように相互作用するかというこ とはまだ示されていない．2 つ目の問題として uH2B の研究で少し行われたが， 隣り合うヒストン 同士でどのようなクロストークを行うかということも示されていない．3 つ目の問題として， まだ 時系列データが蓄積されておらず実際のインタラクションの同定が難しいことが挙げられる．これ らの 1 つ 1 つの解析が複雑なヒストン修飾ネットワークを解き明かす鍵となるであろう． 3 DNA メチル化とヒストン修飾 DNA メチル化とヒストン修飾は真核生物においてエピジェネティック制御を担う 2 つの核であ る．DNA メチル化は原核生物， 真核生物を問わず見られる現象であり，進化的にも古くから存在 することが知られている．DNA メチル化は原核生物において制限酵素による切断から守るための 自己と非自己の認識に使われており， 転写制御との関係性は知られていない． 一方真核生物におい ては， ヘテロクロマチン化などに関連し， 転写やトランスポゾンの抑制などに関与していること が知られており， ヒストン修飾と同様に組織特異的なパターンを示し，分化や組織特的な制御に重 要であることが知られている． これら原核生物が持つ DNA メチル化酵素と真核生物が持つ DNA メチル化酵素はホモログであることが知られている． また， 真核生物では全ての種において DNA メチル化酵素が保存されている訳ではない． 酵母や線虫などのモデル生物はこれらのメチル化およ びメチル化酵素を持ち合わせていないことが知られており，進化の上で欠失したと考えられている． DNA メチル化酵素が認識し， メチル化される DNA 配列は様々であるが，動物では一般的に CpG 15 という di-nucleotide におけるシトシンが修飾されることが知られている．シトシンはメチル化さ れて 5-メチルシトシンになった後に脱アミノ化されるとチミンになってしまうため，DNA の修復 が困難になる．そのため CpG の di-nucleotide は真核生物における進化の上で減少していることが 知られており，CpG が多量存在する領域は CpG island と呼ばれている．CpG island はプロモー ターの上流などに見られることが知られている． 最近では CpG のみならず CHG や CHH のシト シンがメチル化されていることが明らかとなった． また植物ではシトシン以外にアデニンのメチル 化が知られている． 一方ヒストンは上記したように， バクテリアには存在せず， 古細菌もしくは 真核生物以降で獲得されたと考えられている． このことからも古くから存在する DNA メチル化と ヒストン修飾は違う経路を辿って進化してきたことが伺える． しかし，最近となってこの 2 つの エピジェネティクスな修飾が高等生物においては，お互い影響を及ぼし合っている例が報告されて いる (Cedar and Bergman, 2009)． ヒストン周辺の DNA メチル化を誘導することが知られている 修飾として H3K9me と H3K27me が挙げられる． また， 逆に DNA メチル化を阻害することが知 られている修飾として H3K4me やアセチル化されたヒストン全般が挙げられる． 最近の研究では DNA メチル化のプロファイルがヒストン修飾を仲介して決められているというモデルが強く支持さ れている (Cedar and Bergman, 2009)．このモデルでは，DNA メチル化のパターンは de novo な DNA メチル化が起こる前にヒストン修飾によって決定されていることを示唆している (Ooi et al., 2007) ． de novo な DNA メチル化は DNA methyltranseferase (DNMT) 3A と DNMT3B の複合 体と DNMT3L によって行われることが知られている (Ooi et al., 2007)．DNMT3L はメチル基付 加の活性を失っているが，ヒストン H3K4 に結合して，DNA メチルトランスフェラーゼを DNA に 誘導し，DNA メチル化の起点になることが知られている．しかし，H3K4 にメチル化を受けたヒ ストンは DNMT3L の H3 への結合を阻害することができる (Ooi et al., 2007)． この DNMT3L の 結合を阻害する H3K4 のメチルトランスフェラーゼは，DNA に直接結合した Pol II に誘導される (Ooi et al., 2007)． これらより転写が活性化している状態では， プロモーター周辺において DNA のメチル化を行うことができないことが示唆されている (図 5)． 他にもヒストン H3K9 のメチルト ランスフェラーゼである G9a とヒストン脱アセチル化活性を持つ酵素の複合体による de novo な DNA メチル化の誘導が知られている．この複合体は局所的なヒストンの脱アセチル化を行い， 転 写を抑制することが知られている． 同じ残基上において， メチル化とアセチル化を同時に行うこと はできないが， ヒストンの脱アセチル化によりヒストン上の修飾をリセットすることで， G9a によ る H3K9 のメチル化を可能にする．H3K9me を持つヒストンは chromodomain によって結合する ことが可能であり， そのドメインを持ちヘテロクロマチン化形成を促進させることが知られている HP1 のヒストンへの結合が可能となる．最終的に G9a を含んだ複合体が DNMT3A と DNMT3B を誘導し，de novo な DNA メチル化を行う (Feldman et al., 2006; Epsztejn-Litman et al., 2008)． さらに，動原体周囲のサテライトリピートにおけるヘテロクロマチン化においても， このような ヒストン修飾と DNA メチル化の関係性が知られている．これらのサテライト配列では SET domain を含むヒストンメチルトランスフェラーゼである SUV39H1 と SUV39H2 が H3K9 のトリメチル化 を行い，ヘテロクロマチン化に関与する．SET domain とは高等生物において保存されているおよ そ 150 アミノ酸残基からなるモチーフ配列であり， クロマチン構造の調節に関係し， それを通し て転写の活性化， もしくは抑制化に関与することが示唆されている (Dillon et al., 2005)．これら のタンパク質はサテライト配列内の CpG をメチル化するために DNMT3A と DNMT3B を誘導す 16 図 5: DNA メチル化とヒストン修飾の関係性 DNA メチル化とヒストン修飾の関係性の例を示した．赤の線は染色体 DNA を表し，その上の小 さな丸はそれぞれ，修飾可能な塩基を表している．上図では，DNMT3L がヒストンに結合し， DNMT3 を誘導して DNA のメチル化を行っている．下図ではヒストンにメチル化が起きており， DNMT3L が結合できず，DNA のメチル化が阻害されていることを表している． 17 る (Fuks et al., 2003; Lehnertz et al., 2003)．このヘテロクロマチン化のプロセスは RNA の二本 鎖構造を認識する Dicer を仲介して開始されている．RNA-induced silencing complex (RISC) が SUV39H1 と SUV39H2 を誘導すると思われる動原体周辺の領域を標的にしていることが報告され ている (Fukagawa et al., 2004; Kanellopoulou et al., 2005; Sugiyama et al., 2005)． ヒストン修飾 がどのように DNA メチル化に影響を及ぼすかということを見てきたが，これから DNA メチル化 がヒストン修飾パターンの維持にどのような働きをしているかということについて見ていく．DNA 複製の際， メチル化されていた CpG は複製後， 娘鎖がメチル化されていない状態になる． これ をヘミメチル化状態という． これは複製複合タンパク質と関連して働く DNMT1 によって娘鎖も メチル化されることで，両鎖がメチル化されている状態が維持される (Leonhardt et al., 1992)． 最 近の研究で，DNMT1 は SRA domain というヘミメチル化状態の CpG に結合するドメインを持つ UHRF1 とともに複製時にヘミメチル化 DNA となっている CpG を探し，メチル化状態を維持す ることが示されている (Bostick et al., 2007; Sharif et al., 2007; Achour et al., 2008)．一方，ヒス トンは DNA 複製の際，複製フォークによってクロマチン構造が崩されるため，そのあとでもう一 度再構築する必要がある． このとき DNA メチル化による目印がその再構成の際に役立つことが知 られている．DNA メチル化とヒストン修飾の関係は MECP2 や MBD2 といったメチルシトシン 結合タンパク質によってまず認識され，これらは DNA メチル化領域にヒストンアセチルトランス フェラーゼを誘導する (Jones et al., 1998; Nan et al., 1998)． また DNA メチル化は直接 H3K9 の ジメチル化と関係していることが報告されており，G9a と複製複合体に付随している DNMT1 が相 互作用することにより，DNA メチル化が起きている領域で同時に H3K9 のジメチル化を起こすこ とができることが報告されている (Esteve et al., 2006)．他にも DNA メチル化が H3K4 のメチル 化を阻害することが示されており (Lande-Diner et al., 2007)， 植物の DNA メチル化が起きている 領域では，H2A.Z がヌクレオソームから除去されることが示されている (Zilberman et al., 2008)． H3K4me も H2A.Z も転写活性に関係する事が知られており， これらからも DNA メチル化が転写 抑制に関係することが示唆されている． DNA メチル化とヒストン修飾の関係性については高等生 物における複雑なエピジェネティクスな制御を明らかにするためにも， 今後ますます力が入れられ る研究だろう． 現在は修飾の開始における関係性に過ぎないが， このような組み合わせを複雑な ヒストン修飾のネットワークに組み込んだときにどうなるかということは非常に興味深い． また， 原核生物から存在する DNA メチル化と真核生物において獲得されたヒストン修飾がどのように邂 逅し， お互い相互作用するようになったのか，またそれによってどのような制御が可能になったの かということも興味深い問題である． 4 small RNA とヒストン修飾 真核生物では多様な non-codig RNA の発見が続いているが，その代表例として RNAi に関連す る short interfering RNAs (siRNAs) や microRNAs (miRNAs) などの small RNA が挙げられる． これらの small RNA は RISC や RNA-induced transcriptional silencing complex (RITS) などに 取り込まれることで機能する．RISC や RITS は取り込んだ small RNA と相補的な塩基を持つ配 列を標的にし，エフェクター複合体として働く (Hamilton and Baulcombe, 1999; Hammond et al., 2000; Zamore et al., 2000; Bernstein et al., 2001; Elbashir et al., 2001; Verdel et al., 2004)． これ 18 ら small RNA とヒストン修飾の相互作用が見つかっている．small RNA がヒストン修飾と関連す るメカニズムは厳密にコントロールされているようで， 出芽酵母ではヘアピン構造を持つ siRNA が標的領域の近辺においてのみ H3K9 メチル化の開始に関係し，遺伝子を抑制することが報告され ている (Iida et al., 2008)． また， この siRNA を仲介したヒストン修飾は染色体における位置と ターゲット領域における antisense RNA の発生，Swi6 タンパク質の多量発現と相関があるとされ ている (Iida et al., 2008)． この際，siRNA を含む RITS によって Swi6 タンパク質は誘導され， Swi6 の多量転写は，低いレベルで行われている H3K9 のメチル化への結合を安定化し，ヘテロクロ マチン化を行うためと考えられる (Motamedi et al., 2008)． しかし， まだ詳しいことについては分 かっていない．RNA silencing 因子はハエにおいても，セントロメアのヘテロクロマチンの形成に RNA silencing が HP1 の誘導を行うことが示されている (Pal-Bhadra et al., 2004; Deshpande et al., 2005)． このことからも small RNA と H3K9me の関係性がハエにおいても存在していること が示唆されている．RITS がどのようにしてターゲット領域付近のヒストンに結合するかという問 題があるが， 上記のような small RNA とヒストン修飾の関係性について nascent transcript model というモデルが提唱されている (図 6)．siRNA と Ago1，Chp1，Tas3 が結合することで RITS は形 成される．RITS 内の siRNA が nascent transcript と相補対を形成することによって結合し，付近 の H3K9me を持つヒストンに chromodomain を持つ Chp1 を利用して結合する．これらはさらに H3K9 のメチルトランスフェラーゼである CLRC による H3K9 のメチル化を誘導し，正のフィード バックを形成する (Moazed, 2009)．この際，RITS がヒストンに結合せずに de novo な H3K9 のメ チル化を CLRC の誘導によって開始できるかは分かっていない． 古くから DNA 複製の時にヒス トンがランダムに分けられることは知られている．修飾されたヒストンが振り分けられながらその 修飾状態が世代を通して維持されているということから， クロマチンのエピジェネティックシグナ ルは遺伝するということが分かる． この維持の方法については DNA メチル化に関連する方法を記 述したが，他にも small RNA と協調して行われているモデルが提唱されている．H3K9me は Chp1 や Chp2，Swi6 といったタンパク質の結合サイトになるだけではなく，メチルトランスフェラーゼ の Clr4 の結合サイトにもなる (Jenuwein and Allis, 2001)． これらが目印となり，DNA 複製後に ヒストンの修飾状態を再構築することができると考えられている． しかし， 修飾に対する酵素結 合の親和性は全てを網羅的に再構築できるほど強くない． そこで nascent transcript によるヒスト ン修飾のサポートがエピジェネティック遺伝を可能なものとするということが提唱されている． これら，small RNA とヒストン修飾の相互作用による転写制御のメカニズムはまだほとんど分 かっておらず， 解析が始められたばかりである． 酵母では解析が特に進んでいるだけで， 他の真核 生物ではほとんど進んでいない． しかし， 真核生物における転写後， 翻訳後修飾において， 核と なる働きを持つと考えられている small RNA がヒストン修飾と連動して転写開始を制御するとい うことは非常に興味深い． まだあまりこのような制御系は見つかっていないが，これから見つかっ ていくだろう．そして，ヒストン修飾，DNA メチル化， small RNA の 3 つの制御メカニズムが高 等生物において，どのように相互作用しているかということがこれからの生命科学における研究の 1 大テーマとなるであろう． 19 図 6: nascent transcript model の概略図 nascent transcript model について示した．Pol II から生成される転写産物 (橙色) に相補的 な small RNA (緑色) を持つ RITS 複合体が結合し，その周辺のヒストンに Chp1 を用いて結合 する．その付近の領域に CLRC を誘導することで周辺のヒストンの修飾を開始する． 参考文献 Abeel, T., Saeys, Y., Bonnet, E., Rouze, P. and Van de Peer, Y. Generic eukaryotic core promoter prediction using structural features of DNA. Genome Res 18 (2008), pp. 310-23. Achour, M., Jacq, X., Ronde, P., Alhosin, M., Charlot, C., Chataigneau, T., Jeanblanc, M., Macaluso, M., Giordano, A., Hughes, A.D., Schini-Kerth, V.B. and Bronner, C. The interaction of the SRA domain of ICBP90 with a novel domain of DNMT1 is involved in the regulation of VEGF gene expression. Oncogene 27 (2008),pp. 2187-97. Akan, P. and Deloukas, P. DNA sequence and structural properties as predictors of human and mouse promoters. Gene 410 (2008), pp. 165-76. Albert, I., Mavrich, T.N., Tomsho, L.P., Qi, J., Zanton, S.J., Schuster, S.C. and Pugh, B.F. Translational and rotational settings of H2A.Z nucleosomes across the Saccharomyces cerevisiae genome. Nature 446 (2007),pp. 572-6. An, W., Kim, J. and Roeder, R.G. Ordered cooperative functions of PRMT1, p300, and CARM1 in transcriptional activation by p53. Cell 117 (2004), pp. 735-48. Arents, G. and Moudrianakis, E.N. The histone fold: a ubiquitous architectural motif utilized in DNA compaction and protein dimerization. Proc Natl Acad Sci U S A 92 (1995), pp. 11170-4. Bairoch, A., Apweiler, R., Wu, C.H., Barker, W.C., Boeckmann, B., Ferro, S., Gasteiger, E., Huang, H., Lopez, R., Magrane, M., Martin, M.J., Natale, D.A., O’Donovan, C., Redaschi, N. and Yeh, L.S. The Universal Protein Resource (UniProt). Nucleic Acids Res 33 (2005), pp. D154-9. 20 Bajic, V.B., Tan, S.L., Suzuki, Y. and Sugano, S. Promoter prediction analysis on the whole human genome. Nat Biotechnol 22 (2004), pp. 1467-73. Balandina, A., Kamashev, D. and Rouviere-Yaniv, J. The bacterial histone-like protein HU specifically recognizes similar structures in all nucleic acids. DNA, RNA, and their hybrids. J Biol Chem 277 (2002), pp. 27622-8. Balasubramanian, B., Pogozelski, W.K. and Tullius, T.D. DNA strand breaking by the hydroxyl radical is governed by the accessible surface areas of the hydrogen atoms of the DNA backbone. Proc Natl Acad Sci U S A 95 (1998), pp. 9738-43. Bannister, A.J., Schneider, R., Myers, F.A., Thorne, A.W., Crane-Robinson, C. and Kouzarides, T. Spatial distribution of di-and tri-methyl lysine 36 of histone H3 at active genes. J Biol Chem 280 (2005), pp. 17732-6. Bannister, A.J., Zegerman, P., Partridge, J.F., Miska, E.A., Thomas, J.O., Allshire, R.C. and Kouzarides, T. Selective recognition of methylated lysine 9 on histone H3 by the HP1 chromo domain. Nature 410 (2001), pp. 120-4. Barski, A., Cuddapah, S., Cui, K., Roh, T.Y., Schones, D.E., Wang, Z., Wei, G., Chepelev, I. and Zhao, K. High-resolution profiling of histone methylations in the human genome. Cell 129 (2007), pp. 823-37. Bernstein, B.E., Kamal, M., Lindblad-Toh, K., Bekiranov, S., Bailey, D.K., Huebert, D.J., McMahon, S., Karlsson, E.K., Kulbokas, E.J., 3rd, Gingeras, T.R., Schreiber, S.L. and Lander, E.S. Genomic maps and comparative analysis of histone modifications in human and mouse. Cell 120 (2005), pp. 169-81. Bernstein, E., Caudy, A.A., Hammond, S.M. and Hannon, G.J. Role for a bidentate ribonuclease in the initiation step of RNA interference. Nature 409 (2001), pp. 363-6. Bhandare, R., Schug, J., Le Lay, J., Fox, A., Smirnova, O., Liu, C., Naji, A. and Kaestner, K.H. Genome-wide analysis of histone modifications in human pancreatic islets. Genome Res 20 (2010), pp. 428-33. Bienz, M. The PHD finger, a nuclear protein-interaction domain. Trends Biochem Sci 31 (2006), pp. 35-40. Bostick, M., Kim, J.K., Esteve, P.O., Clark, A., Pradhan, S. and Jacobsen, S.E. UHRF1 plays a role in maintaining DNA methylation in mammalian cells. Science 317 (2007), pp. 1760-4. Botuyan, M.V., Lee, J., Ward, I.M., Kim, J.E., Thompson, J.R., Chen, J. and Mer, G. Structural basis for the methylation state-specific recognition of histone H4-K20 by 53BP1 and Crb2 in DNA repair. Cell 127 (2006), pp. 1361-73. 21 Boyer, L.A., Plath, K., Zeitlinger, J., Brambrink, T., Medeiros, L.A., Lee, T.I., Levine, S.S., Wernig, M., Tajonar, A., Ray, M.K., Bell, G.W., Otte, A.P., Vidal, M., Gifford, D.K., Young, R.A. and Jaenisch, R. Polycomb complexes repress developmental regulators in murine embryonic stem cells. Nature 441 (2006), pp. 349-53. Brukner, I., Sanchez, R., Suck, D. and Pongor, S. Sequence-dependent bending propensity of DNA as revealed by DNase I: parameters for trinucleotides. EMBO J 14 (1995), pp. 1812-8. Bucher, P. Weight matrix descriptions of four eukaryotic RNA polymerase II promoter elements derived from 502 unrelated promoter sequences. J Mol Biol 212 (1990), pp. 563-78. Butler, J.E. and Kadonaga, J.T. The RNA polymerase II core promoter: a key component in the regulation of gene expression. Genes Dev 16 (2002), pp. 2583-92. Cai, Y., Jin, J., Swanson, S.K., Cole, M.D., Choi, S.H., Florens, L., Washburn, M.P., Conaway, J.W. and Conaway, R.C. Subunit composition and substrate specificity of a MOF-containing histone acetyltransferase distinct from the male-specific lethal (MSL) complex. J Biol Chem 285 (2010), pp. 4268-72. Cairns, B.R. The logic of chromatin architecture and remodelling at promoters. Nature 461 (2009), pp. 193-8. Carninci, P., Kasukawa, T., Katayama, S., Gough, J., Frith, M.C., Maeda, N., Oyama, R., Ravasi, T., Lenhard, B., Wells, C., Kodzius, R., Shimokawa, K., Bajic, V.B., Brenner, S.E., Batalov, S., Forrest, A.R., Zavolan, M., Davis, M.J., Wilming, L.G., Aidinis, V., Allen, J.E., Ambesi-Impiombato, A., Apweiler, R., Aturaliya, R.N., Bailey, T.L., Bansal, M., Baxter, L., Beisel, K.W., Bersano, T., Bono, H., Chalk, A.M., Chiu, K.P., Choudhary, V., Christoffels, A., Clutterbuck, D.R., Crowe, M.L., Dalla, E., Dalrymple, B.P., de Bono, B., Della Gatta, G., di Bernardo, D., Down, T., Engstrom, P., Fagiolini, M., Faulkner, G., Fletcher, C.F., Fukushima, T., Furuno, M., Futaki, S., Gariboldi, M., Georgii-Hemming, P., Gingeras, T.R., Gojobori, T., Green, R.E., Gustincich, S., Harbers, M., Hayashi, Y., Hensch, T.K., Hirokawa, N., Hill, D., Huminiecki,L., Iacono, M., Ikeo, K., Iwama, A., Ishikawa, T., Jakt, M., Kanapin, A., Katoh, M., Kawasawa, Y., Kelso, J., Kitamura, H., Kitano, H., Kollias, G., Krishnan, S.P., Kruger, A., Kummerfeld, S.K., Kurochkin, I.V., Lareau, L.F., Lazarevic, D., Lipovich, L., Liu, J., Liuni, S., McWilliam, S., Madan Babu, M., Madera, M., Marchionni, L., Matsuda, H., Matsuzawa, S., Miki, H., Mignone, F., Miyake, S., Morris, K., Mottagui-Tabar, S., Mulder, N., Nakano, N., Nakauchi, H., Ng, P., Nilsson, R., Nishiguchi, S., Nishikawa, S., et al. The transcriptional landscape of the mammalian genome. Science 309 (2005), pp. 1559-63. Carninci, P., Sandelin, A., Lenhard, B., Katayama, S., Shimokawa, K., Ponjavic, J., Semple, C.A., Taylor, M.S., Engstrom, P.G., Frith, M.C., Forrest, A.R., Alkema, W.B., Tan, S.L., Plessy, C., Kodzius, R., Ravasi, T., Kasukawa, T., Fukuda, S., Kanamori-Katayama, M., 22 Kitazume, Y., Kawaji, H., Kai, C., Nakamura, M., Konno, H., Nakano, K., Mottagui-Tabar, S., Arner, P., Chesi, A., Gustincich, S., Persichetti, F., Suzuki, H., Grimmond, S.M., Wells, C.A., Orlando, V., Wahlestedt, C., Liu, E.T., Harbers, M., Kawai, J., Bajic, V.B., Hume, D.A. and Hayashizaki, Y. Genome-wide analysis of mammalian promoter architecture and evolution. Nat Genet 38 (2006), pp. 626-35. Carrozza, M.J., Li, B., Florens, L., Suganuma, T., Swanson, S.K., Lee, K.K., Shia, W.J., Anderson, S., Yates, J., Washburn, M.P. and Workman, J.L. Histone H3 methylation by Set2 directs deacetylation of coding regions by Rpd3S to suppress spurious intragenic transcription. Cell 123 (2005), pp. 581-92. Cedar, H. and Bergman, Y. Linking DNA methylation and histone modification: patterns and paradigms. Nat Rev Genet 10 (2009), pp. 295-304. Celic, I., Masumoto, H., Griffith, W.P., Meluh, P., Cotter, R.J., Boeke, J.D. and Verreault, A. The sirtuins hst3 and Hst4p preserve genome integrity by controlling histone h3 lysine 56 deacetylation. Curr Biol 16 (2006), pp. 1280-9. Check Hayden, E. Human genome at ten: Life is complicated. Nature 464 (2010), pp. 664-7. Chen, Z., Zang, J., Whetstine, J., Hong, X., Davrazou, F., Kutateladze, T.G., Simpson, M., Mao, Q., Pan, C.H., Dai,S., Hagman, J., Hansen, K., Shi, Y. and Zhang, G. Structural insights into histone demethylation by JMJD2 family members. Cell 125 (2006), pp. 691-702. Cheung, P., Tanner, K.G., Cheung, W.L., Sassone-Corsi, P., Denu, J.M. and Allis, C.D. Synergistic coupling of histone H3 phosphorylation and acetylation in response to epidermal growth factor stimulation. Mol Cell 5 (2000), pp. 905-15. Cheung, W.L., Turner, F.B., Krishnamoorthy, T., Wolner, B., Ahn, S.H., Foley, M., Dorsey, J.A., Peterson, C.L., Berger, S.L. and Allis, C.D. Phosphorylation of histone H4 serine 1 during DNA damage requires casein kinase II in S. cerevisiae. Curr Biol 15 (2005), pp. 656-60. Choi, J.K. and Kim, Y.J. Intrinsic variability of gene expression encoded in nucleosome positioning sequences. Nat Genet 41 (2009), pp. 498-503. Coleman, R.A. and Pugh, B.F. Evidence for functional binding and stable sliding of the TATA binding protein on nonspecific DNA. J Biol Chem 270 (1995), pp. 13850-9. Couture, J.F., Collazo, E. and Trievel, R.C. Molecular recognition of histone H3 by the WD40 protein WDR5. Nat Struct Mol Biol 13 (2006), pp. 698-703. Cuthbert, G.L., Daujat, S., Snowden, A.W., Erdjument-Bromage, H., Hagiwara, T., Yamada, M., Schneider, R., Gregory, P.D., Tempst, P., Bannister, A.J. and Kouzarides, T. Histone deimination antagonizes arginine methylation. Cell 118 (2004), pp. 545-53. 23 Davey, C.A. and Richmond, T.J. DNA-dependent divalent cation binding in the nucleosome core particle. Proc Natl Acad Sci U S A 99 (2002), pp. 11169-74. Decanniere, K., Babu, A.M., Sandman, K., Reeve, J.N. and Heinemann, U. Crystal structures of recombinant histones HMfA and HMfB from the hyperthermophilic archaeon Methanothermus fervidus. J Mol Biol 303 (2000), pp. 35-47. Deshpande, G., Calhoun, G. and Schedl, P. Drosophila argonaute-2 is required early in embryogenesis for the assembly of centric/centromeric heterochromatin, nuclear division, nuclear migration, and germ-cell formation. Genes Dev 19 (2005), pp. 1680-5. Dillon, S.C., Zhang, X., Trievel, R.C. and Cheng, X. The SET-domain protein superfamily: protein lysine methyltransferases. Genome Biol 6 (2005), p. 227. Downs, J.A., Lowndes, N.F. and Jackson, S.P. A role for Saccharomyces cerevisiae histone H2A in DNA repair. Nature 408 (2000), pp. 1001-4. Drew, H.R. and Travers, A.A. DNA bending and its relation to nucleosome positioning. J Mol Biol 186 (1985), pp. 773-90. Elbashir, S.M., Lendeckel, W. and Tuschl, T. RNA interference is mediated by 21-and 22nucleotide RNAs. Genes Dev 15 (2001), pp. 188-200. Epsztejn-Litman, S., Feldman, N., Abu-Remaileh, M., Shufaro, Y., Gerson, A., Ueda, J., Deplus, R., Fuks, F., Shinkai, Y., Cedar, H. and Bergman, Y. De novo DNA methylation promoted by G9a prevents reprogramming of embryonically silenced genes. Nat Struct Mol Biol 15 (2008), pp. 1176-83. Eryilmaz, J., Pan, P., Amaya, M.F., Allali-Hassani, A., Dong, A., Adams-Cioaba, M.A., Mackenzie, F., Vedadi, M. and Min, J. Structural studies of a four-MBT repeat protein MBTD1. PLoS One 4 (2009), p. e7274. Esteve, P.O., Chin, H.G., Smallwood, A., Feehery, G.R., Gangisetty, O., Karpf, A.R., Carey, M.F. and Pradhan, S. Direct interaction between DNMT1 and G9a coordinates DNA and histone methylation during replication. Genes Dev 20 (2006), pp. 3089-103. Faulkner, G.J., Kimura, Y., Daub, C.O., Wani, S., Plessy, C., Irvine, K.M., Schroder, K., Cloonan, N., Steptoe, A.L., Lassmann, T., Waki, K., Hornig, N., Arakawa, T., Takahashi, H., Kawai, J., Forrest, A.R., Suzuki, H., Hayashizaki, Y., Hume, D.A., Orlando, V., Grimmond, S.M. and Carninci, P. The regulated retrotransposon transcriptome of mammalian cells. Nat Genet 41 (2009), pp. 563-71. Feldman, N., Gerson, A., Fang, J., Li, E., Zhang, Y., Shinkai, Y., Cedar, H. and Bergman, Y. G9a-mediated irreversible epigenetic inactivation of Oct-3/4 during early embryogenesis. Nat Cell Biol 8 (2006), pp. 188-94. 24 Fillingham, J., Keogh, M.C. and Krogan, N.J. GammaH2AX and its role in DNA double-strand break repair. Biochem Cell Biol 84 (2006), pp. 568-77. Fischle, W., Tseng, B.S., Dormann, H.L., Ueberheide, B.M., Garcia, B.A., Shabanowitz, J., Hunt, D.F., Funabiki, H. and Allis, C.D. Regulation of HP1-chromatin binding by histone H3 methylation and phosphorylation. Nature 438 (2005), pp. 1116-22. Frith, M.C., Valen, E., Krogh, A., Hayashizaki, Y., Carninci, P. and Sandelin, A. A code for transcription initiation in mammalian genomes. Genome Res 18 (2008), pp. 1-12. Fukagawa, T., Nogami, M., Yoshikawa, M., Ikeno, M., Okazaki, T., Takami, Y., Nakayama, T. and Oshimura, M. Dicer is essential for formation of the heterochromatin structure in vertebrate cells. Nat Cell Biol 6 (2004),pp. 784-91. Fuks, F., Hurd, P.J., Deplus, R. and Kouzarides, T. The DNA methyltransferases associate with HP1 and the SUV39H1 histone methyltransferase. Nucleic Acids Res 31 (2003), pp. 2305-12. Garrett, R.A. and Klenk, H.-P. Archaea evolution, physiology, and molecular biology. Blackwell, Malden, Mass. (2007), pp. 1 online resource (xii, 388 p. Garske, A.L., Oliver, S.S., Wagner, E.K., Musselman, C.A., LeRoy, G., Garcia, B.A., Kutateladze, T.G. and Denu, J.M. Combinatorial profiling of chromatin binding modules reveals multisite discrimination. Nat Chem Biol 6 (2010), pp. 283-90. Gencheva, M., Boa, S., Fraser, R., Simmen, M.W., CB, A.W. and Allan, J. In Vitro and in Vivo nucleosome positioning on the ovine beta-lactoglobulin gene are related. J Mol Biol 361 (2006), pp. 216-30. Greenbaum, J.A., Pang, B. and Tullius, T.D. Construction of a genome-scale structural map at single-nucleotide resolution. Genome Res 17 (2007), pp. 947-53. Guccione, E., Bassi, C., Casadio, F., Martinato, F., Cesaroni, M., Schuchlautz, H., Luscher, B. and Amati, B. Methylation of histone H3R2 by PRMT6 and H3K4 by an MLL complex are mutually exclusive. Nature 449 (2007), pp. 933-7. Hamilton, A.J. and Baulcombe, D.C. A species of small antisense RNA in posttranscriptional gene silencing in plants. Science 286 (1999), pp. 950-2. Hammond, S.M., Bernstein, E., Beach, D. and Hannon, G.J. An RNA-directed nuclease mediates post-transcriptional gene silencing in Drosophila cells. Nature 404 (2000), pp. 293-6. Hassa, P.O., Haenni, S.S., Elser, M. and Hottiger, M.O. Nuclear ADP-ribosylation reactions in mammalian cells: where are we today and where are we going? Microbiol Mol Biol Rev 70 (2006), pp. 789-829. Heddi, B., Abi-Ghanem, J., Lavigne, M. and Hartmann, B. Sequence-dependent DNA flexibility mediates DNase I cleavage. J Mol Biol 395 (2009), pp. 123-33. 25 Heintzman, N.D., Stuart, R.K., Hon, G., Fu, Y., Ching, C.W., Hawkins, R.D., Barrera, L.O., Van Calcar, S., Qu, C., Ching, K.A., Wang, W., Weng, Z., Green, R.D., Crawford, G.E. and Ren, B. Distinct and predictive chromatin signatures of transcriptional promoters and enhancers in the human genome. Nat Genet 39 (2007), pp. 311-8. Henry, K.W., Wyce, A., Lo, W.S., Duggan, L.J., Emre, N.C., Kao, C.F., Pillus, L., Shilatifard, A., Osley, M.A. and Berger, S.L. Transcriptional activation via sequential histone H2B ubiquitylation and deubiquitylation, mediated by SAGA-associated Ubp8. Genes Dev 17 (2003), pp. 2648-63. Hertel, C.B., Langst, G., Horz, W. and Korber, P. Nucleosome stability at the yeast PHO5 and PHO8 promoters correlates with differential cofactor requirements for chromatin opening. Mol Cell Biol 25 (2005), pp. 10755-67. Hidaka, Y., Hagiwara, T. and Yamada, M. Methylation of the guanidino group of arginine residues prevents citrullination by peptidylarginine deiminase IV. FEBS Lett 579 (2005), pp. 4088-92. Hochheimer, A. and Tjian, R. Diversified transcription initiation complexes expand promoter selectivity and tissue-specific gene expression. Genes Dev 17 (2003), pp. 1309-20. Huang, Y., Fang, J., Bedford, M.T., Zhang, Y. and Xu, R.M. Recognition of histone H3 lysine-4 methylation by the double tudor domain of JMJD2A. Science 312 (2006), pp. 748-51. Huyen, Y., Zgheib, O., Ditullio, R.A., Jr., Gorgoulis, V.G., Zacharatos, P., Petty, T.J., Sheston, E.A., Mellert, H.S., Stavridi, E.S. and Halazonetis, T.D. Methylated lysine 79 of histone H3 targets 53BP1 to DNA double-strand breaks. Nature 432 (2004), pp. 406-11. Iida, T., Nakayama, J. and Moazed, D. siRNA-mediated heterochromatin establishment requires HP1 and is associated with antisense transcription. Mol Cell 31 (2008), pp. 178-89. Ioshikhes, I.P., Albert, I., Zanton, S.J. and Pugh, B.F. Nucleosome positions predicted through comparative genomics. Nat Genet 38 (2006), pp. 1210-5. Jacobs, S.A. and Khorasanizadeh, S. Structure of HP1 chromodomain bound to a lysine 9methylated histone H3 tail. Science 295 (2002), pp. 2080-3. Jenuwein, T. and Allis, C.D. Translating the histone code. Science 293 (2001), pp. 1074-80. Jiang, C. and Pugh, B.F. Nucleosome positioning and gene regulation: advances through genomics. Nat Rev Genet 10 (2009), pp. 161-72. Jin, C., Zang, C., Wei, G., Cui, K., Peng, W., Zhao, K. and Felsenfeld, G. H3.3/H2A.Z double variant-containing nucleosomes mark ’nucleosome-free regions’ of active promoters and other regulatory regions. Nat Genet 41 (2009), pp. 941-5. 26 Johnson, S.M., Tan, F.J., McCullough, H.L., Riordan, D.P. and Fire, A.Z. Flexibility and constraint in the nucleosome core landscape of Caenorhabditis elegans chromatin. Genome Res 16 (2006), pp. 1505-16. Jones, P.L., Veenstra, G.J., Wade, P.A., Vermaak, D., Kass, S.U., Landsberger, N., Strouboulis, J. and Wolffe, A.P. Methylated DNA and MeCP2 recruit histone deacetylase to repress transcription. Nat Genet 19 (1998), pp. 187-91. Joshi, A.A. and Struhl, K. Eaf3 chromodomain interaction with methylated H3-K36 links histone deacetylation to Pol II elongation. Mol Cell 20 (2005), pp. 971-8. Kanellopoulou, C., Muljo, S.A., Kung, A.L., Ganesan, S., Drapkin, R., Jenuwein, T., Livingston, D.M. and Rajewsky, K. Dicer-deficient mouse embryonic stem cells are defective in differentiation and centromeric silencing. Genes Dev 19 (2005), pp. 489-501. Karam, C.S., Kellner, W.A., Takenaka, N., Clemmons, A.W. and Corces, V.G. 14-3-3 mediates histone cross-talk during transcription elongation in Drosophila. PLoS Genet 6 (2010), p. e1000975. Karlic, R., Chung, H.R., Lasserre, J., Vlahovicek, K. and Vingron, M. Histone modification levels are predictive for gene expression. Proc Natl Acad Sci U S A 107 (2010), pp. 2926-31. Karolchik, D., Baertsch, R., Diekhans, M., Furey, T.S., Hinrichs, A., Lu, Y.T., Roskin, K.M., Schwartz, M., Sugnet, C.W., Thomas, D.J., Weber, R.J., Haussler, D. and Kent, W.J. The UCSC Genome Browser Database. Nucleic Acids Res 31 (2003), pp. 51-4. Kawaji, H., Frith, M.C., Katayama, S., Sandelin, A., Kai, C., Kawai, J., Carninci, P. and Hayashizaki, Y. Dynamic usage of transcription start sites within core promoters. Genome Biol 7 (2006), p. R118. Keogh, M.C., Kurdistani, S.K., Morris, S.A., Ahn, S.H., Podolny, V., Collins, S.R., Schuldiner, M., Chin, K., Punna, T., Thompson, N.J., Boone, C., Emili, A., Weissman, J.S., Hughes, T.R., Strahl, B.D., Grunstein, M., Greenblatt, J.F., Buratowski, S. and Krogan, N.J. Cotranscriptional set2 methylation of histone H3 lysine 36 recruits a repressive Rpd3 complex. Cell 123 (2005), pp. 593-605. Kim, J., Guermah, M., McGinty, R.K., Lee, J.S., Tang, Z., Milne, T.A., Shilatifard, A., Muir, T.W. and Roeder, R.G. RAD6-Mediated transcription-coupled H2B ubiquitylation directly stimulates H3K4 methylation in human cells. Cell 137 (2009), pp. 459-71. Kirmizis, A., Santos-Rosa, H., Penkett, C.J., Singer, M.A., Vermeulen, M., Mann, M., Bahler, J., Green, R.D. and Kouzarides, T. Arginine methylation at histone H3R2 controls deposition of H3K4 trimethylation. Nature 449 (2007), pp. 928-32. Klose, R.J. and Zhang, Y. Regulation of histone methylation by demethylimination and demethylation. Nat Rev Mol Cell Biol 8 (2007), pp. 307-18. 27 Kornberg, R.D. Chromatin structure: a repeating unit of histones and DNA. Science 184 (1974), pp. 868-71. Kornberg, R.D. and Lorch, Y. Twenty-five years of the nucleosome, fundamental particle of the eukaryote chromosome. Cell 98 (1999), pp. 285-94. Kouzarides, T. Chromatin modifications and their function. Cell 128 (2007), pp. 693-705. Kratz, A., Arner, E., Saito, R., Kubosaki, A., Kawai, J., Suzuki, H., Carninci, P., Arakawa, T., Tomita, M., Hayashizaki, Y. and Daub, C.O. Core promoter structure and genomic context reflect histone 3 lysine 9 acetylation patterns. BMC Genomics 11 (2010), p. 257. Kubosaki, A., Tomaru, Y., Tagami, M., Arner, E., Miura, H., Suzuki, T., Suzuki, M., Suzuki, H. and Hayashizaki, Y. Genome-wide investigation of in vivo EGR-1 binding sites in monocytic differentiation. Genome Biol 10 (2009), p. R41. Lande-Diner, L., Zhang, J., Ben-Porath, I., Amariglio, N., Keshet, I., Hecht, M., Azuara, V., Fisher, A.G., Rechavi, G. and Cedar, H. Role of DNA methylation in stable gene repression. J Biol Chem 282 (2007), pp. 12194-200. Lee, J.S., Smith, E. and Shilatifard, A. The language of histone crosstalk. Cell 142 (2010), pp. 682-5. Lee, N. and Zhang, Y. Chemical answers to epigenetic crosstalk. Nat Chem Biol 4 (2008), pp. 335-7. Lee, T.I., Jenner, R.G., Boyer, L.A., Guenther, M.G., Levine, S.S., Kumar, R.M., Chevalier, B., Johnstone, S.E., Cole, M.F., Isono, K., Koseki, H., Fuchikami, T., Abe, K., Murray, H.L., Zucker, J.P., Yuan, B., Bell, G.W., Herbolsheimer, E., Hannett, N.M., Sun, K., Odom, D.T., Otte, A.P., Volkert, T.L., Bartel, D.P., Melton, D.A., Gifford, D.K., Jaenisch, R. and Young, R.A. Control of developmental regulators by Polycomb in human embryonic stem cells. Cell 125 (2006), pp. 301-13. Lehnertz, B., Ueda, Y., Derijck, A.A., Braunschweig, U., Perez-Burgos, L., Kubicek, S., Chen, T., Li, E., Jenuwein, T. and Peters, A.H. Suv39h-mediated histone H3 lysine 9 methylation directs DNA methylation to major satellite repeats at pericentric heterochromatin. Curr Biol 13 (2003), pp. 1192-200. Leonhardt, H., Page, A.W., Weier, H.U. and Bestor, T.H. A targeting sequence directs DNA methyltransferase to sites of DNA replication in mammalian nuclei. Cell 71 (1992), pp. 865-73. Levine, M. and Davidson, E.H. Gene regulatory networks for development. Proc Natl Acad Sci U S A 102 (2005), pp. 4936-42. Levine, M. and Tjian, R. Transcription regulation and animal diversity. Nature 424 (2003), pp. 147-51. Li, X., Wu, L., Corsa, C.A., Kunkel, S. and Dou, Y. Two mammalian MOF complexes regulate transcription activation by distinct mechanisms. Mol Cell 36 (2009), pp. 290-301. 28 Lister, R., Pelizzola, M., Dowen, R.H., Hawkins, R.D., Hon, G., Tonti-Filippini, J., Nery, J.R., Lee, L., Ye, Z., Ngo, Q.M., Edsall, L., Antosiewicz-Bourget, J., Stewart, R., Ruotti, V., Millar, A.H., Thomson, J.A., Ren, B. and Ecker, J.R. Human DNA methylomes at base resolution show widespread epigenomic differences. Nature 462 (2009), pp. 315-22. Lo, W.S., Trievel, R.C., Rojas, J.R., Duggan, L., Hsu, J.Y., Allis, C.D., Marmorstein, R. and Berger, S.L. Phosphorylation of serine 10 in histone H3 is functionally linked in vitro and in vivo to Gcn5-mediated acetylation at lysine 14. Mol Cell 5 (2000), pp. 917-26. Lowary, P.T. and Widom, J. New DNA sequence rules for high affinity binding to histone octamer and sequence-directed nucleosome positioning. J Mol Biol 276 (1998), pp. 19-42. Luger, K., Mader, A.W., Richmond, R.K., Sargent, D.F. and Richmond, T.J. Crystal structure of the nucleosome core particle at 2.8 A resolution. Nature 389 (1997), pp. 251-60. Maas, N.L., Miller, K.M., DeFazio, L.G. and Toczyski, D.P. Cell cycle and checkpoint regulation of histone H3 K56 acetylation by Hst3 and Hst4. Mol Cell 23 (2006), pp. 109-19. Macdonald, N., Welburn, J.P., Noble, M.E., Nguyen, A., Yaffe, M.B., Clynes, D., Moggs, J.G., Orphanides, G., Thomson, S., Edmunds, J.W., Clayton, A.L., Endicott, J.A. and Mahadevan, L.C. Molecular basis for the recognition of phosphorylated and phosphoacetylated histone h3 by 14-3-3. Mol Cell 20 (2005), pp. 199-211. Martin, C. and Zhang, Y. The diverse functions of histone lysine methylation. Nat Rev Mol Cell Biol 6 (2005), pp. 838-49. Martin, D.G., Baetz, K., Shi, X., Walter, K.L., MacDonald, V.E., Wlodarski, M.J., Gozani, O., Hieter, P. and Howe, L. The Yng1p plant homeodomain finger is a methyl-histone binding module that recognizes lysine 4-methylated histone H3. Mol Cell Biol 26 (2006), pp. 7871-9. Mateescu, B., Bourachot, B., Rachez, C., Ogryzko, V. and Muchardt, C. Regulation of an inducible promoter by an HP1beta-HP1gamma switch. EMBO Rep 9 (2008), pp. 267-72. Mavrich, T.N., Ioshikhes, I.P., Venters, B.J., Jiang, C., Tomsho, L.P., Qi, J., Schuster, S.C., Albert, I. and Pugh, B.F. A barrier nucleosome model for statistical positioning of nucleosomes throughout the yeast genome. Genome Res 18 (2008), pp. 1073-83. McGinty, R.K., Kim, J., Chatterjee, C., Roeder, R.G. and Muir, T.W. Chemically ubiquitylated histone H2B stimulates hDot1L-mediated intranucleosomal methylation. Nature 453 (2008), pp. 812-6. Miele, V., Vaillant, C., d’Aubenton-Carafa, Y., Thermes, C. and Grange, T. DNA physical properties determine nucleosome occupancy from yeast to fly. Nucleic Acids Res 36 (2008), pp. 3746-56. Min, J., Zhang, Y. and Xu, R.M. Structural basis for specific binding of Polycomb chromodomain to histone H3 methylated at Lys 27. Genes Dev 17 (2003), pp. 1823-8. 29 Minsky, N., Shema, E., Field, Y., Schuster, M., Segal, E. and Oren, M. Monoubiquitinated H2B is associated with the transcribed region of highly expressed genes in human cells. Nat Cell Biol 10 (2008), pp. 483-8. Moazed, D. Small RNAs in transcriptional gene silencing and genome defence. Nature 457 (2009), pp. 413-20. Motamedi, M.R., Hong, E.J., Li, X., Gerber, S., Denison, C., Gygi, S. and Moazed, D. HP1 proteins form distinct complexes and mediate heterochromatic gene silencing by nonoverlapping mechanisms. Mol Cell 32 (2008), pp. 778-90. Nakanishi, S., Sanderson, B.W., Delventhal, K.M., Bradford, W.D., Staehling-Hampton, K. and Shilatifard, A. A comprehensive library of histone mutants identifies nucleosomal residues required for H3K4 methylation. Nat Struct Mol Biol 15 (2008), pp. 881-8. Nan, X., Ng, H.H., Johnson, C.A., Laherty, C.D., Turner, B.M., Eisenman, R.N. and Bird, A. Transcriptional repression by the methyl-CpG-binding protein MeCP2 involves a histone deacetylase complex. Nature 393 (1998), pp. 386-9. Nathan, D., Ingvarsdottir, K., Sterner, D.E., Bylebyl, G.R., Dokmanovic, M., Dorsey, J.A., Whelan, K.A., Krsmanovic, M., Lane, W.S., Meluh, P.B., Johnson, E.S. and Berger, S.L. Histone sumoylation is a negative regulator in Saccharomyces cerevisiae and shows dynamic interplay with positive-acting histone modifications. Genes Dev 20 (2006), pp. 966-76. Ogawa, R., Kitagawa, N., Ashida, H., Saito, R. and Tomita, M. Computational prediction of nucleosome positioning by calculating the relative fragment frequency index of nucleosomal sequences. FEBS Lett 584 (2010), pp. 1498-502. Olins, A.L. and Olins, D.E. Spheroid chromatin units (v bodies). Science 183 (1974), pp. 330-2. Ooi, S.K., Qiu, C., Bernstein, E., Li, K., Jia, D., Yang, Z., Erdjument-Bromage, H., Tempst, P., Lin, S.P., Allis, C.D., Cheng, X. and Bestor, T.H. DNMT3L connects unmethylated lysine 4 of histone H3 to de novo methylation of DNA. Nature 448 (2007), pp. 714-7. Oudet, P., Gross-Bellard, M. and Chambon, P. Electron microscopic and biochemical evidence that chromatin structure is a repeating unit. Cell 4 (1975), pp. 281-300. Ozsolak, F., Song, J.S., Liu, X.S. and Fisher, D.E. High-throughput mapping of the chromatin structure of human promoters. Nat Biotechnol 25 (2007), pp. 244-8. Packer, M.J., Dauncey, M.P. and Hunter, C.A. Sequence-dependent DNA structure: tetranucleotide conformational maps. J Mol Biol 295 (2000), pp. 85-103. Pal-Bhadra, M., Leibovitch, B.A., Gandhi, S.G., Rao, M., Bhadra, U., Birchler, J.A. and Elgin, S.C. Heterochromatic silencing and HP1 localization in Drosophila are dependent on the RNAi machinery. Science 303 (2004),pp. 669-72. 30 Park, P.J. ChIP-seq: advantages and challenges of a maturing technology. Nat Rev Genet 10 (2009), pp. 669-80. Pascual, J., Martinez-Yamout, M., Dyson, H.J. and Wright, P.E. Structure of the PHD zinc finger from human Williams-Beuren syndrome transcription factor. J Mol Biol 304 (2000), pp. 723-9. Peckham, H.E., Thurman, R.E., Fu, Y., Stamatoyannopoulos, J.A., Noble, W.S., Struhl, K. and Weng, Z. Nucleosome positioning signals in genomic DNA. Genome Res 17 (2007), pp. 1170-7. Pena, P.V., Davrazou, F., Shi, X., Walter, K.L., Verkhusha, V.V., Gozani, O., Zhao, R. and Kutateladze, T.G. Molecular mechanism of histone H3K4me3 recognition by plant homeodomain of ING2. Nature 442 (2006), pp. 100-3. Plessy, C., Bertin, N., Takahashi, H., Simone, R., Salimullah, M., Lassmann, T., Vitezic, M., Severin, J., Olivarius, S., Lazarevic, D., Hornig, N., Orlando, V., Bell, I., Gao, H., Dumais, J., Kapranov, P., Wang, H., Davis, C.A., Gingeras, T.R., Kawai, J., Daub, C.O., Hayashizaki, Y., Gustincich, S. and Carninci, P. Linking promoters to functional transcripts in small samples with nanoCAGE and CAGEscan. Nat Methods 7 (2010), pp. 528-34. Pokholok, D.K., Zeitlinger, J., Hannett, N.M., Reynolds, D.B. and Young, R.A. Activated signal transduction kinases frequently occupy target genes. Science 313 (2006), pp. 533-6. Ponjavic, J., Lenhard, B., Kai, C., Kawai, J., Carninci, P., Hayashizaki, Y. and Sandelin, A. Transcriptional and structural impact of TATA-initiation site spacing in mammalian core promoters. Genome Biol 7 (2006), p. R78. Ramirez-Carrozzi, V.R., Braas, D., Bhatt, D.M., Cheng, C.S., Hong, C., Doty, K.R., Black, J.C., Hoffmann, A., Carey, M. and Smale, S.T. A unifying model for the selective regulation of inducible transcription by CpG islands and nucleosome remodeling. Cell 138 (2009), pp. 114-28. Ravasi, T., Suzuki, H., Cannistraci, C.V., Katayama, S., Bajic, V.B., Tan, K., Akalin, A., Schmeier, S., Kanamori-Katayama, M., Bertin, N., Carninci, P., Daub, C.O., Forrest, A.R., Gough, J., Grimmond, S., Han, J.H., Hashimoto, T., Hide, W., Hofmann, O., Kamburov, A., Kaur, M., Kawaji, H., Kubosaki, A., Lassmann, T., van Nimwegen, E., MacPherson, C.R., Ogawa, C., Radovanovic, A., Schwartz, A., Teasdale, R.D., Tegner, J., Lenhard, B., Teichmann, S.A., Arakawa, T., Ninomiya, N., Murakami, K., Tagami, M., Fukuda, S., Imamura, K., Kai, C., Ishihara, R., Kitazume, Y., Kawai, J., Hume, D.A., Ideker, T. and Hayashizaki, Y. An atlas of combinatorial transcriptional regulation in mouse and man. Cell 140 (2010), pp. 744-52. Roh, T.Y., Cuddapah, S., Cui, K. and Zhao, K. The genomic landscape of histone modifications in human T cells. Proc Natl Acad Sci U S A 103 (2006), pp. 15782-7. 31 Roh, T.Y., Wei, G., Farrell, C.M. and Zhao, K. Genome-wide prediction of conserved and nonconserved enhancers by histone acetylation patterns. Genome Res 17 (2007), pp. 74-81. Rohs, R., West, S.M., Sosinsky, A., Liu, P., Mann, R.S. and Honig, B. The role of DNA shape in protein-DNA recognition. Nature 461 (2009), pp. 1248-53. Roopra, A., Qazi, R., Schoenike, B., Daley, T.J. and Morrison, J.F. Localized domains of G9amediated histone methylation are required for silencing of neuronal genes. Mol Cell 14 (2004), pp. 727-38. Sandelin, A., Carninci, P., Lenhard, B., Ponjavic, J., Hayashizaki, Y. and Hume, D.A. Mammalian RNA polymerase II core promoters: insights from genome-wide studies. Nat Rev Genet 8 (2007), pp. 424-36. Sanders, S.L., Portoso, M., Mata, J., Bahler, J., Allshire, R.C. and Kouzarides, T. Methylation of histone H4 lysine 20 controls recruitment of Crb2 to sites of DNA damage. Cell 119 (2004), pp. 603-14. Sandman, K. and Reeve, J.N. Archaeal histones and the origin of the histone fold. Curr Opin Microbiol 9 (2006), pp. 520-5. Schones, D.E., Cui, K., Cuddapah, S., Roh, T.Y., Barski, A., Wang, Z., Wei, G. and Zhao, K. Dynamic regulation of nucleosome positioning in the human genome. Cell 132 (2008), pp. 887-98. Schotta, G., Lachner, M., Sarma, K., Ebert, A., Sengupta, R., Reuter, G., Reinberg, D. and Jenuwein, T. A silencing pathway to induce H3-K9 and H4-K20 trimethylation at constitutive heterochromatin. Genes Dev 18 (2004), pp. 1251-62. Segal, E., Fondufe-Mittendorf, Y., Chen, L., Thastrom, A., Field, Y., Moore, I.K., Wang, J.P. and Widom, J. A genomic code for nucleosome positioning. Nature 442 (2006), pp. 772-8. Segal, E. and Widom, J. What controls nucleosome positions? Trends Genet 25 (2009), pp. 335-43. Sharif, J., Muto, M., Takebayashi, S., Suetake, I., Iwamatsu, A., Endo, T.A., Shinga, J., Mizutani-Koseki, Y., Toyoda, T., Okamura, K., Tajima, S., Mitsuya, K., Okano, M. and Koseki, H. The SRA protein Np95 mediates epigenetic inheritance by recruiting Dnmt1 to methylated DNA. Nature 450 (2007), pp. 908-12. Shi, X., Hong, T., Walter, K.L., Ewalt, M., Michishita, E., Hung, T., Carney, D., Pena, P., Lan, F., Kaadige, M.R., Lacoste, N., Cayrou, C., Davrazou, F., Saha, A., Cairns, B.R., Ayer, D.E., Kutateladze, T.G., Shi, Y., Cote, J., Chua, K.F. and Gozani, O. ING2 PHD domain links histone H3 lysine 4 methylation to active gene repression. Nature 442 (2006), pp. 96-9. 32 Shilatifard, A. Chromatin modifications by methylation and ubiquitination: implications in the regulation of gene expression. Annu Rev Biochem 75 (2006), pp. 243-69. Shiraki, T., Kondo, S., Katayama, S., Waki, K., Kasukawa, T., Kawaji, H., Kodzius, R., Watahiki, A., Nakamura, M., Arakawa, T., Fukuda, S., Sasaki, D., Podhajska, A., Harbers, M., Kawai, J., Carninci, P. and Hayashizaki,Y. Cap analysis gene expression for highthroughput analysis of transcriptional starting point and identification of promoter usage. Proc Natl Acad Sci U S A 100 (2003), pp. 15776-81. Smith, A.E., Chronis, C., Christodoulakis, M., Orr, S.J., Lea, N.C., Twine, N.A., Bhinge, A., Mufti, G.J. and Thomas, N.S. Epigenetics of human T cells during the G0–¿G1 transition. Genome Res 19 (2009), pp. 1325-37. Strahl, B.D. and Allis, C.D. The language of covalent histone modifications. Nature 403 (2000), pp. 41-5. Suganuma, T., Gutierrez, J.L., Li, B., Florens, L., Swanson, S.K., Washburn, M.P., Abmayr, S.M. and Workman, J.L. ATAC is a double histone acetyltransferase complex that stimulates nucleosome sliding. Nat Struct Mol Biol 15 (2008), pp. 364-72. Sugiyama, T., Cam, H., Verdel, A., Moazed, D. and Grewal, S.I. RNA-dependent RNA polymerase is an essential component of a self-enforcing loop coupling heterochromatin assembly to siRNA production. Proc Natl Acad Sci U S A 102 (2005), pp. 152-7. Suzuki, H., Forrest, A.R., van Nimwegen, E., Daub, C.O., Balwierz, P.J., Irvine, K.M., Lassmann, T., Ravasi, T., Hasegawa, Y., de Hoon, M.J., Katayama, S., Schroder, K., Carninci, P., Tomaru, Y., Kanamori-Katayama, M., Kubosaki, A., Akalin, A., Ando, Y., Arner, E., Asada, M., Asahara, H., Bailey, T., Bajic, V.B., Bauer, D., Beckhouse, A.G., Bertin, N., Bjorkegren, J., Brombacher, F., Bulger, E., Chalk, A.M., Chiba, J., Cloonan, N., Dawe, A., Dostie, J., Engstrom, P.G., Essack, M., Faulkner, G.J., Fink, J.L., Fredman, D., Fujimori, K., Furuno, M., Gojobori, T., Gough, J., Grimmond, S.M., Gustafsson, M., Hashimoto, M., Hashimoto, T., Hatakeyama, M., Heinzel, S., Hide, W., Hofmann, O., Hornquist, M., Huminiecki, L., Ikeo, K., Imamoto, N., Inoue, S., Inoue, Y., Ishihara, R., Iwayanagi, T., Jacobsen, A., Kaur, M., Kawaji, H., Kerr, M.C., Kimura, R., Kimura, S., Kimura, Y., Kitano, H., Koga, H., Kojima, T., Kondo, S., Konno, T., Krogh, A., Kruger, A., Kumar, A., Lenhard, B., Lennartsson, A., Lindow, M., Lizio, M., Macpherson, C., Maeda, N., Maher, C.A., Maqungo, M., Mar, J., Matigian, N.A., Matsuda, H., Mattick, J.S., Meier, S., Miyamoto, S., Miyamoto-Sato, E., Nakabayashi, K., Nakachi, Y., Nakano, M., Nygaard, S., Okayama, T., Okazaki, Y., Okuda-Yabukami, H., Orlando, V., Otomo, J., Pachkov, M., Petrovsky, N., et al. The transcriptional network that controls growth arrest and differentiation in a human myeloid leukemia cell line. Nat Genet 41 (2009), pp. 553-62. Tajul-Arifin, K., Teasdale, R., Ravasi, T., Hume, D.A. and Mattick, J.S. Identification and analysis of chromodomain-containing proteins encoded in the mouse transcriptome. Genome Res 13 (2003), pp. 1416-29. 33 Talasz, H., Lindner, H.H., Sarg, B. and Helliger, W. Histone H4-lysine 20 monomethylation is increased in promoter and coding regions of active genes and correlates with hyperacetylation. J Biol Chem 280 (2005), pp. 38814-22. Taverna, S.D., Ilin, S., Rogers, R.S., Tanny, J.C., Lavender, H., Li, H., Baker, L., Boyle, J., Blair, L.P., Chait, B.T., Patel, D.J., Aitchison, J.D., Tackett, A.J. and Allis, C.D. Yng1 PHD finger binding to H3 trimethylated at K4 promotes NuA3 HAT activity at K14 of H3 and transcription at a subset of targeted ORFs. Mol Cell 24 (2006), pp. 785-96. Thastrom, A., Bingham, L.M. and Widom, J. Nucleosomal locations of dominant DNA sequence motifs for histone-DNA interactions and nucleosome positioning. J Mol Biol 338 (2004), pp. 695-709. Thastrom, A., Lowary, P.T., Widlund, H.R., Cao, H., Kubista, M. and Widom, J. Sequence motifs and free energies of selected natural and non-natural nucleosome positioning DNA sequences. J Mol Biol 288 (1999), pp. 213-29. Tirosh, I. and Barkai, N. Two strategies for gene regulation by promoter nucleosomes. Genome Res 18 (2008), pp. 1084-91. Tolstorukov, M.Y., Kharchenko, P.V., Goldman, J.A., Kingston, R.E. and Park, P.J. Comparative analysis of H2A.Z nucleosome organization in the human and yeast genomes. Genome Res 19 (2009), pp. 967-77. Tullius, T.D. and Greenbaum, J.A. Mapping nucleic acid structure by hydroxyl radical cleavage. Curr Opin Chem Biol 9 (2005), pp. 127-34. Ura, K., Hayes, J.J. and Wolffe, A.P. A positive role for nucleosome mobility in the transcriptional activity of chromatin templates: restriction by linker histones. EMBO J 14 (1995), pp. 3752-65. Vakoc, C.R., Mandat, S.A., Olenchock, B.A. and Blobel, G.A. Histone H3 lysine 9 methylation and HP1gamma are associated with transcription elongation through mammalian chromatin. Mol Cell 19 (2005), pp. 381-91. Vakoc, C.R., Sachdeva, M.M., Wang, H. and Blobel, G.A. Profile of histone lysine methylation across transcribed mammalian chromatin. Mol Cell Biol 26 (2006), pp. 9185-95. van Attikum, H., Fritsch, O., Hohn, B. and Gasser, S.M. Recruitment of the INO80 complex by H2A phosphorylation links ATP-dependent chromatin remodeling with DNA double-strand break repair. Cell 119 (2004), pp. 777-88. Van Holde, K.E. Chromatin. Springer-Verlag, New York (1989). van Leeuwen, F., Gafken, P.R. and Gottschling, D.E. Dot1p modulates silencing in yeast by methylation of the nucleosome core. Cell 109 (2002), pp. 745-56. 34 Verdel, A., Jia, S., Gerber, S., Sugiyama, T., Gygi, S., Grewal, S.I. and Moazed, D. RNAimediated targeting of heterochromatin by the RITS complex. Science 303 (2004), pp. 672-6. Wang, H., Zhai, L., Xu, J., Joo, H.Y., Jackson, S., Erdjument-Bromage, H., Tempst, P., Xiong, Y. and Zhang, Y. Histone H3 and H4 ubiquitylation by the CUL4-DDB-ROC1 ubiquitin ligase facilitates cellular response to DNA damage. Mol Cell 22 (2006), pp. 383-94. Wang, W.K., Tereshko, V., Boccuni, P., MacGrogan, D., Nimer, S.D. and Patel, D.J. Malignant brain tumor repeats: a three-leaved propeller architecture with ligand/peptide binding pockets. Structure 11 (2003), pp. 775-89. Wang, Y.L., Faiola, F., Xu, M., Pan, S. and Martinez, E. Human ATAC Is a GCN5/PCAFcontaining acetylase complex with a novel NC2-like histone fold module that interacts with the TATA-binding protein. J Biol Chem 283 (2008a), pp. 33808-15. Wang, Z., Zang, C., Rosenfeld, J.A., Schones, D.E., Barski, A., Cuddapah, S., Cui, K., Roh, T.Y., Peng, W., Zhang, M.Q. and Zhao, K. Combinatorial patterns of histone acetylations and methylations in the human genome. Nat Genet 40 (2008b), pp. 897-903. Widom, J. A relationship between the helical twist of DNA and the ordered positioning of nucleosomes in all eukaryotic cells. Proc Natl Acad Sci U S A 89 (1992), pp. 1095-9. Widom, J. Role of DNA sequence in nucleosome stability and dynamics. Q Rev Biophys 34 (2001), pp. 269-324. Winter, S., Simboeck, E., Fischle, W., Zupkovitz, G., Dohnal, I., Mechtler, K., Ammerer, G. and Seiser, C. 14-3-3 proteins recognize a histone code at histone H3 and are required for transcriptional activation. EMBO J 27 (2008), pp. 88-99. Wyrick, J.J., Holstege, F.C., Jennings, E.G., Causton, H.C., Shore, D., Grunstein, M., Lander, E.S. and Young, R.A. Chromosomal landscape of nucleosome-dependent gene expression and silencing in yeast. Nature 402 (1999), pp. 418-21. Yao, J., Lowary, P.T. and Widom, J. Direct detection of linker DNA bending in defined-length oligomers of chromatin. Proc Natl Acad Sci U S A 87 (1990), pp. 7603-7. Yuan, G.C. and Liu, J.S. Genomic sequence is highly predictive of local nucleosome depletion. PLoS Comput Biol 4 (2008), p. e13. Yuan, G.C., Liu, Y.J., Dion, M.F., Slack, M.D., Wu, L.F., Altschuler, S.J. and Rando, O.J. Genome-scale identification of nucleosome positions in S. cerevisiae. Science 309 (2005), pp. 626-30. Zamore, P.D., Tuschl, T., Sharp, P.A. and Bartel, D.P. RNAi: double-stranded RNA directs the ATP-dependent cleavage of mRNA at 21 to 23 nucleotide intervals. Cell 101 (2000), pp. 25-33. 35 Zeng, L. and Zhou, M.M. Bromodomain: an acetyl-lysine binding domain. FEBS Lett 513 (2002), pp. 124-8. Zhang, Y., Liu, T., Meyer, C.A., Eeckhoute, J., Johnson, D.S., Bernstein, B.E., Nusbaum, C., Myers, R.M., Brown, M., Li, W. and Liu, X.S. Model-based analysis of ChIP-Seq (MACS). Genome Biol 9 (2008a), p. R137. Zhang, Y., Shin, H., Song, J.S., Lei, Y. and Liu, X.S. Identifying positioned nucleosomes with epigenetic marks in human from ChIP-Seq. BMC Genomics 9 (2008b), p. 537. Zhao, X., Xuan, Z. and Zhang, M.Q. Boosting with stumps for predicting transcription start sites. Genome Biol 8 (2007), p. R17. Zhu, B., Zheng, Y., Pham, A.D., Mandal, S.S., Erdjument-Bromage, H., Tempst, P. and Reinberg, D. Monoubiquitination of human histone H2B: the factors involved and their roles in HOX gene regulation. Mol Cell 20 (2005), pp. 601-11. Zilberman, D., Coleman-Derr, D., Ballinger, T. and Henikoff, S. Histone H2A.Z and DNA methylation are mutuallyantagonistic chromatin marks. Nature 456 (2008), pp. 125-9. Zippo, A., Serafini, R., Rocchigiani, M., Pennacchini, S., Krepelova, A. and Oliviero, S. Histone crosstalk between H3S10ph and H4K16ac generates a histone code that mediates transcription elongation. Cell 138 (2009),pp. 1122-36. Zlatanova, J., Bishop, T.C., Victor, J.M., Jackson, V. and van Holde, K. The nucleosome family: dynamic and growing. Structure 17 (2009), pp. 160-71. 36